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Home All issues Volume 24 / No 1 (Janvier 2008) Med Sci (Paris), 24 1 (2008) 23-25 Full HTML
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Issue
Med Sci (Paris)
Volume 24, Number 1, Janvier 2008
Page(s) 23 - 25
Section Nouvelles
DOI https://doi.org/10.1051/medsci/200824123
Published online 15 January 2008

Lors d’une infection virale, la réponse immunitaire innée est essentielle à la survie cellulaire. Elle permet la production de nombreuses cytokines dont les interférons de type I : IFNα/β. L’IFN, identifié il y a 50 ans, joue un rôle central dans la réponse antivirale [1]. D’une part en induisant de façon transcriptionnelle de nombreux gènes qui régulent la synthèse des protéines ou l’apoptose (PKR : double-stranded-RNA-dependent protein kinase R, Mx, 2-5A-synthétase), et, d’autre part, en faisant le lien avec la réponse immunitaire adaptative en augmentant par exemple la maturation des cellules dendritiques [2].

La réponse innée à l’infection virale

La réponse innée repose sur la détection précoce du matériel viral (PAMP : pathogen associated molecular patterns) comme les ARN simple brin ou double brin provenant du génome viral ou des intermédiaires de réplication des virus. Cette reconnaissance se fait via des récepteurs spécifiques (PRR : pattern recognition receptors) dont la famille des TLR (Toll-like receptors), de localisation extracellulaire et endosomale [3, 4]. La reconnaissance des acides nucléiques viraux par TLR3 (ARN double brin, db), TLR7 et 8 (ARN simple brin, sb), TLR9 (ADN) conduit à la production d’IFN de type I. Récemment, une autre famille de PRR capable de reconnaître les ARN viraux a été identifiée, la famille des RLH (RIG-1-like helicase) dont RIG-1 (retinoic acid-inducible gene I) et MAD5 (melanoma differentiation-associated gene 5) qui sont ubiquitaires et de localisation cytoplasmique. Ces protéines contiennent des domaines de recrutement et d’activation des caspases (CARD) à leur extrémité amino-terminale et des domaines RNA hélicases (DExD/H box) à leur extrémité carboxy-terminale. RIG-1 et MAD5 interagissent avec une autre protéine CARD, ancrée dans la membrane mitochondriale : IPS-1 (interferon b promoter stimulator protein-1). Cette reconnaissance permet, via l’activation des facteurs de transcription IRF 3 et 7 (interferon regulatory factor 3 et 7) et NF-κB (nuclear factor κB), la production de cytokines dont l’IFN de type I (13 sous types d’IFNα et un IFNβ chez l’homme) qui peut être produit par tous les types cellulaires.

Le soi et le non soi dans la réponse innée

Depuis la découverte des PRR, de nombreux travaux ont été réalisés pour comprendre comment ce système de surveillance pouvait discriminer le « non soi » - les ARN viraux - et le « soi » - les ARN cellulaires [5–7]. Un article récent de Robert Silverman remet en cause l’importance de la discrimination du soi et du non soi dans le déclenchement de la réponse immune innée lors d’une infection virale [8]. R. Silverman et ses collaborateurs montrent le rôle essentiel joué par une endoribonucléase, la RNase L, dans le déclenchement et l’amplification de la réponse immunitaire innée aboutissant à la production d’IFNβ.

Il était connu que lors d’une infection virale, les ARN db viraux activent les 2-5A-synthètases induites par l’IFNα/β. Ces 2-5A-synthètases polymérisent l’ATP en une série d’oligoadénylates de liaison phosphodiesters 2’, 5’ et triphosphorylés en 5’ : le 2-5A (Figure 1). Le 2-5A, très instable, peut être dégradé par la 2-5A phosphodiestérase (2-5A-PDE) et des phosphatases. La RNase L activée par le 2-5A clive les ARN viraux en 3’ des séquences simple brin UpUp et UpAp, ce qui empêche leur traduction et bloque le cycle de production des virus. L’activation de la RNase L par le 2-5A peut être inhibée par RLI (ribonuclease L inhibitor)/ABCE1, lui-même induit par certains virus [9, 10]. L’équipe de R. Silverman a récemment apporté une nouvelle pièce au puzzle de la réponse cellulaire antivirale : lors de l’infection virale, la RNase L clive aussi les ARN cellulaires, ce qui était connu, mais la nouveauté est que cette activité, loin d’être un « effet secondaire » dû à une mauvaise régulation de son activité, représente un maillon essentiel de la réponse immunitaire innée. Les produits de dégradation des ARN cellulaires vont, au même titre que les ARN viraux, activer la voie IPS-1 via RIG-1 et MAD5 et permettre la production d’IFNβ qui, à son tour, va induire les différents acteurs de la réponse innée en une boucle d’amplification (Figure 2). Bien que les petits ARN produits par la RNase L contiennent des phosphates à leur extrémité 3’ et non 5’, ils sont reconnus par RIG-1 [11]. La présence de phosphates en 5’ des ARN viraux avait été décrite comme un des signes de reconnaissance utilisés par la cellule pour distinguer les ARN viraux de ses propres ARN dont l’extrémité 5’ est inaccessible, car associée à des protéines comme les ARNr, ou modifiée comme les ARNm cellulaires avec le 7-méthyl-guanosine de la coiffe [5, 6].

thumbnail Figure 1.

Le 2-5A trimère.
thumbnail Figure 2.

Modèle résumant les connaissances actuelles sur l’activation de la RNase L lors d’une infection virale déclenchant la production d’IFN.

La RNAse L, maillon essentiel d’une boucle autoréactive

Les cellules MEF (murine embryonic fibroblasts) dépourvus de RNase L (issues de souris RNase L−/−) infectées par le virus Sendai ou traitées par de l’ARNdb synthétique : le poly(I) : poly(C), produisent sept fois moins d’IFNβ que des cellules contrôles soumises aux mêmes traitements. Cette faible production d’IFN, qui conduit à une grande sensibilité à l’infection virale, est aussi observée in vivo, chez la souris RNase L−/−. La reconnaissance par RIG-1 et MAD5 des produits de dégradation des ARN cellulaires permet aussi de « by passer » l’ARN viral. Dès l’entrée du virus, les ARN viraux sont reconnus par RIG-1 et MAD5, ce qui permet l’induction d’IFNα/β qui induit les 2-5A-synthétases qui produisent le 2-5A. Celui-ci active la RNase L qui peut alors cliver les ARN cellulaires qui, à leur tour, vont activer la production d’IFNα/β. Une boucle de réactions a été enclenchée et le système peut fonctionner maintenant indépendamment des virus qui ont développé de nombreuses stratégies pour contrecarrer chaque étape de la réponse antivirale de la cellule [12]. Citons l’inhibition de l’activation des voies RIG-1 et MAD5 par le piégeage des ARN viraux, ce qui les rend inaccessibles pour les PRR [13].

Les résultats de R. Silverman soulèvent aussi la question de l’identification des mécanismes régulant la RNase L, car son hyperactivation ou son activation hors d’un contexte d’infection pourrait être à l’origine de graves pathologies. La découverte de cette voie de production des IFNα/β peut ouvrir de nouvelles perspectives thérapeutiques, avec la recherche d’activateurs de la RNase L.

Références

  1. Isaacs A, Lindenmann J. Virus Interference. I. The Interferon. Proc R Soc Lond B Biol Sci 1957; 147 : 258–67. [Google Scholar]
  2. Stetson DB, Medzhitov R. Type I interferons in host defense. Immunity 2006; 25 : 373–81. [Google Scholar]
  3. Georgel P, Bahram S. Immunité innée antivirale : rôle des mécanismes Toll-dépendants. Med Sci (Paris) 2006; 22 : 961–8. [Google Scholar]
  4. Delneste Y, Beauvillain C, Jeannin P. Immunité naturelle : structure et fonction des Toll-like receptors. Med Sci (Paris) 2007; 23 : 67–73. [Google Scholar]
  5. Pichlmair A, Schulz O, Tan CP, et al. RIG-I-mediated antiviral responses to single-stranded RNA bearing 5’-phosphates. Science 2006; 314 : 997–1001. [Google Scholar]
  6. Hornung V, Ellegast J, Kim S, et al. 5’-Triphosphate RNA is the ligand for RIG-I. Science 2006; 314 : 994–7. [Google Scholar]
  7. Marques JT, Devosse T, Wang D, et al. A structural basis for discriminating between self and nonself double-stranded RNAs in mammalian cells. Nat Biotechnol 2006; 24 : 559–65. [Google Scholar]
  8. Malathi K, Dong B, Gale M Jr, et al. Small self-RNA generated by RNase L amplifies antiviral innate immunity. Nature 2007; 448 : 816–9. [Google Scholar]
  9. Bisbal C, Martinand C, Silhol M, et al. Cloning and characterization of a RNAse L inhibitor. A new component of the interferon-regulated 2-5A pathway. J Biol Chem 1995; 270 : 13308–17. [Google Scholar]
  10. Martinand C, Montavon C, Salehzada T, et al. RNase L inhibitor is induced during human immunodeficiency virus type 1 infection and down regulates the 2-5A/RNase L pathway in human T cells. J Virol 1999; 73 : 290–6. [Google Scholar]
  11. Coulombel L. Lignes Maginot antivirales. Med Sci (Paris) 2006; 22 : 1049. [Google Scholar]
  12. Katze MG, He Y, Gale M. Viruses and interferon: a fight for supremacy. Nat Rev Immunol 2002; 2 : 675–87. [Google Scholar]
  13. Xiang Y, Condit RC, Vijaysri S, et al. Blockade of interferon induction and action by the E3L double-stranded RNA binding proteins of vaccinia virus. J Virol 2002; 76 : 5251–9. [Google Scholar]

© 2008 médecine/sciences - Inserm / SRMS

Liste des figures

thumbnail Figure 1.

Le 2-5A trimère.
Dans le texte
thumbnail Figure 2.

Modèle résumant les connaissances actuelles sur l’activation de la RNase L lors d’une infection virale déclenchant la production d’IFN.
Dans le texte

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