Technique du.biotin switch. Dans l’exemple présent, les résidus cystéine sont représentés sous forme réduite (SH), oxydée (pont disulfure S-S) ou S-nitrosylée. Dans une première étape, les thiols libres sont bloqués par un agent alkylant (formation d’une liaison -S-R où R désigne par exemple un groupement méthyle). Le S-méthyl méthanethiosulfonate et l’iodoacétamide sont les plus couramment utilisés. Cette étape est réalisée à l’obscurité, la liaison S-nitrosothiol étant photolabile. Après élimination de l’excès d’agent alkylant, les résidus S-nitrosylés sont sélectivement réduits par l’ascorbate. Les thiols libres correspondants sont ensuite marqués par une étiquette biotine. Généralement, les étapes de réduction et de biotinylation se font simultanément. Les protéines ainsi biotinylées sont ensuite purifiées par affinité, et peuvent être immunodétectées à l’aide d’anticorps dirigés contre la biotine ou directement identifiées par spectrométrie de masse. Le marquage par la biotine permet également de cribler les résidus S-nitrosylés par analyse en spectrométrie de masse. Plusieurs variantes de cette méthode ont été proposées afin d’augmenter sa sensibilité et sa spécificité [38]. Précisons que des sites potentiels de S-nitrosylation sont prédictibles par une analyse informatique (voir par exemple http://sno.biocuckoo.org/online.php). La S-nitrosylation peut en effet être favorisée au niveau des motifs hydrophobes des protéines, et par la présence de résidus acides et basiques, dans un environnement de 8 Å cernant le résidu Cys S-nitrosylable [39]. Il ne s’agit toutefois pas d’une règle générale, et il n’existe pas stricto sensu de séquence consensus de S-nitrosylation (adapté de [23]).