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Home All issues Volume 24 / No 8-9 (Août-Septembre 2008) Med Sci (Paris), 24 8-9 (2008) 715-719 Full HTML
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Issue
Med Sci (Paris)
Volume 24, Number 8-9, Août-Septembre 2008
Page(s) 715 - 719
Section M/S revues
DOI https://doi.org/10.1051/medsci/20082489715
Published online 15 August 2008

© 2008 médecine/sciences - Inserm / SRMS

Chaque cellule eucaryote, cellule qui par définition possède un noyau, doit stocker des quantités colossales d’information génétique portées par de l’ADN (acide désoxyribo-nucléique) nucléaire. Le génome humain comporte trois milliards de paires de base d’ADN qui mises bout à bout, s’assemblent sur environ un mètre de long. Le mètre d’ADN humain, réparti en 46 chromosomes, est confiné dans un noyau de dimensions micrométriques (entre 1 et 10 micromètres environ). Dans un tampon physiologique (150 mM en sels monovalents), chaque molécule d’ADN formerait une pelote de 100 μm de diamètre dont les dimensions seraient très supérieures à celles du noyau. Pour assurer un tel degré de compaction, l’ADN n’est pas nu mais s’assemble en une structure complexe dénommée chromatine, constituée d’ADN, de protéines basiques appelées histones et de protéines non histones, généralement plus grosses que les histones, et présentes en quantité plus faible. Le rôle de ces protéines non histones ne sera pas discuté en détails dans cet article, mais l’on peut citer à titre d’exemple les protéines 1 de l’hétérochromatine (HP1) [1], ou les protéines SMC (structural maintenance of chromosomes) [2]. Malgré un degré de compaction extrêmement important, l’ADN doit être accessible à toute la machinerie transcriptionnelle qui contrôle sa réplication, sa transcription et sa réparation. C’est pour assurer cette accessibilité que la chromatine doit subir des transitions structurales dynamiques.

La particule cœur de nucléosome

Le premier niveau d’organisation de la chromatine

L’ADN, support de l’information génétique, est formé par l’association antiparallèle de deux brins polymériques de nucléotides (Figure 1). Chaque nucléotide est constitué par un sucre, un phosphate et une base (purines : adénine (A) et guanine (G), pyrimidines : thymine (T) et cytosine (C)). Ces deux brins polymériques s’agencent en double hélice droite via des liaisons hydrogènes entre bases complémentaires A-T et C-G. L’ADN double brin sous la forme B canonique comporte 10,5 paires de bases par tour et a un diamètre de 20 Å. L’espacement entre deux paires de bases consécutives est de 3,4 Å. La présence de groupements phosphates en fait un polymère chargé, un polyélectrolyte dont la densité linéique de charges est de une charge négative par 1,7 Å. Ce polymère est semi-flexible. Dans des conditions salines « physiologiques », la longueur de persistance de l’ADN (longueur suivant laquelle l’ADN peut être considéré comme rigide) est de l’ordre de 50nm (150 paires de bases).

thumbnail Figure 1.

Appariement des paires de bases complémentaires pour former la structure en hélice droite de l’ADN. Au sein des cellules eucaryotes, 146 paires de bases d’ADN s’enroulent en une hélice gauche sur un tour trois quart autour d’un cœur de protéines, appelées histones, pour former la particule cœur de nucléosome ou NCP. Ces particules sont séparées entre elles par des portions d’ADN nu appelé ADN linker pour former la structure en collier de perles de la chromatine. Cette structure est ensuite compactée en des niveaux d’organisation supérieurs toujours en discussion.

Les histones sont globalement chargées positivement par la présence de nombreux acides aminés arginine et lysine. On distingue deux catégories distinctes d’histones. Les histones de cœur H2A, H2B, H3 et H4 sont associées à l’ADN pour former les particules cœur de nucléosome. Le repliement de l’histone H3 au sein de la particule cœur de nucléosome est présenté sur la Figure 2. Les histones de liaison (H1 ou H5) interviennent dans des niveaux d’organisation supérieurs de la chromatine. Les histones de cœur ont une masse moléculaire d’environ 10 à 15 kDa, plus faible que celle des histones de liaison (21 kDa).

thumbnail Figure 2.

Repliement de l’histone H3 au sein de la particule cœur de nucléosome en vue de face (A) et vue de côté (B). Les extrémités amino- et carboxy-terminales sont étendues pour permettre le passage au travers de l’hélice d’ADN.

La séquence en acides aminés des histones H2A, H2B, H3 et H4 a été remarquablement bien conservée au cours de l’évolution. La séquence d’histone H4 de thymus de veau ne diffère par exemple que de deux acides aminés de celle du petit pois [3]. La région la plus conservée de ces histones est leur domaine central structuré composé du « motif histone fold » qui comprend trois hélices séparées par deux boucles (Figure 2). En revanche, les extrémités amino- et carboxy-terminales de ces histones, aussi appelées « queues des histones » sont plus variables et non structurées. Ces extrémités sont le site des modifications post-traductionnelles que nous décrirons par la suite. Dans des conditions ioniques physiologiques, les histones H3 et H4 s’associent en tétramères (H3-H4)2 alors que les histones H2A et H2B forment des dimères. À forte concentration en sels monovalents (>1,2 M), les histones s’associent en octamères dans une organisation tripartite : un tétramère (H3-H4)2 et deux dimères H2A-H2B.

Avant 1970, les histones étaient considérées comme liées uniformément à l’ADN sans organisation particulière dans un modèle de surenroulement [4]. En 1973, Hewish et Burgoyne montrent que l’ADN extrait de noyaux de foies de rats traités à la nucléase est digéré en unités de taille égale [5]. En 1974, Kornberg démontre la structure périodique d’un complexe nucléoprotéique [6]. En janvier 1974, Olins et Olins publient pour la première fois des images de microscopie électronique où une structure en « collier de perles » représentative de la chromatine est mise en évidence [7]. Chaque perle constitue une particule cœur de nucléosome (NCP, nucleosome core particle). Ce complexe nucléoprotéique a une masse moléculaire d’environ 205 kDa, ADN et histones contribuant chacun pour moitié à la masse moléculaire totale. Une première structure cristallographique de nucléosomes a été obtenue à 7 Å de résolution à partir de complexes natifs dont la longueur d’ADN associée aux histones s’élevait à 146 ± 2 pb [8].

La structure cristallographique des NCP a été résolue il y a presque 10 ans à 2,8 Å de résolution [9]. L’obtention de cette structure a nécessité l’utilisation d’ADN et d’histones recombinants afin d’obtenir des particules parfaitement identiques et par conséquent facilitant l’obtention de cristaux diffractants à plus haute résolution. La Figure 3A illustre cette structure. Les NCP sont constituées d’un octamère d’histones, formés par l’assemblage du tétramère (H3-H4)2 flanqué par deux dimères H2A-H2B, autour duquel s’enroule sur un tour trois quart, en une hélice gauche, une longueur d’ADN de 146 paires de bases. Ces particules possèdent un pseudo-axe de symétrie binaire ou axe dyade. Les NCP ainsi cristallisées ne sont pas complètement symétriques. Une moitié comporte 73 pb alors que la moitié complémentaire n’en comprend que 72, l’axe de symétrie traversant une base. En moyenne, l’ADN des NCP cristallisées comporte 10,2 pb par tour, ce qui est inférieur de 0,3 pb à un ADN B canonique. L’ADN subit donc un surenroulement global qui est particulièrement remarquable au sein de la moitié qui ne comptabilise que 72 pb où sont dénombrées 9,4 pb par tour d’ADN.

thumbnail Figure 3.

Structure cristallographique de la particule cœur de nucléosome. A. Structure cristallographique contenant 146 paires de bases d’ADN, à 2,8 Å de résolution en vue apicale, le long de l’axe de la super-hélice d’ADN et de côté (d’après [7]). B. L’utilisation de 147 paires de bases d’ADN assure la symétrie de la particule permettant ainsi la détermination d’une structure à 1,9 Å de résolution (d’après [9]. Les extrémités amino- et carboxy-terminales des histones, non structurées, sont toutes localisées dans cette dernière structure, mais sont très mobiles. Le pseudo-axe de symétrie binaire, ou axe dyade, est indiqué par une flèche sur les deux structures. Les histones H2A sont colorées en orange, H2B en rouge, H3 en bleu et H4 en vert.

La longueur d’ADN enroulé autour de l’octamère d’histones correspond exactement à la longueur de persistance de l’ADN. Des interactions privilégiées doivent donc être mises en œuvre entre octamère d’histones et ADN afin de parvenir à courber la molécule d’ADN et à maintenir la conformation des NCP. La position de l’ADN nucléosomal était prévue par la structure du cœur protéique [10]. ADN et histones interagissent en 14 positions, toutes les dix paires de bases environ. Au niveau des douze positions les plus centrales, une chaîne latérale d’arginine interagit avec un petit sillon d’ADN par des liaisons hydrogènes, hydrophobes, électrostatiques et des interactions de Van der Waals.

Plus récemment, l’utilisation d’un ADN de 147 pb a permis d’augmenter la résolution à 1,9 Å ([11], fichier pdb 1KX5). Cette paire de bases supplémentaire permet de mieux symétriser la particule, l’axe binaire traversant la paire de base centrale et séparant l’ADN nucléosomal en deux moitiés de 73 pb chacune. Cette structure ne modifie pas la précédente organisation au sein des NCP, mais sa meilleure résolution a permis de localiser plus de 3 000 molécules d’eau ainsi que certains ions manganèse et chlorure (Figure 3B). Les molécules d’eau semblent intervenir pour former des ponts entre ADN et protéines via des liaisons hydrogènes.

Différentes structures cristallographiques de NCP comportant soit des histones d’origines différentes (poulet, levure, humain) soit des variants d’histones, dont les séquences et fonctions sont plus divergentes, ont été établies. Pour les NCP dont on dispose d’une structure, leur structure globale reste similaire [12–15]. Le mode de fonctionnement global des NCP est donc certainement universel. Les sites d’interaction histones-histones sont éventuellement modifiés. Par exemple, dans la structure des NCP de levure [13], un site d’interaction entre les deux dimères H2A-H2B est absent. De très faibles modifications structurales peuvent néanmoins impliquer des modifications fonctionnelles relativement importantes. La structure des NCP contenant le variant d’histone H2A-Z est par exemple très peu différente de la structure canonique des NCP. La présence de ce variant semble pourtant jouer un rôle central dans la modulation de l’expression des gènes [16].

Les extrémités amino- et carboxy-terminales des histones

La plupart des structures cristallographiques de particules cœurs de nucléosome ne positionnent pas précisément les acides aminés des extrémités amino- et carboxy-terminales des histones. En effet, ces extensions ou « queues » ne sont pas structurées. Elles sont mobiles et libres de s’étendre au-delà du cœur des particules (Figure 2). Elles représentent 28 % de la masse totale des histones et contiennent environ un tiers des charges positives de la particule grâce à la présence de nombreux acides aminés basiques (lysine et arginine). Dans la structure établie par Luger et al. en 1997 [9] (Figure 3A), seulement 30 % des acides aminés des « queues » sont positionnés. Dans la structure à 1,9 Å de résolution [11] (Figure 3B), les acides aminés des « queues » sont tous positionnés. Néanmoins, pour les acides aminés les plus terminaux, les facteurs de température (« facteurs B »), indicateurs de désordre n’y sont pas précisés et sont donc certainement élevés.

D’un point de vue structural, certaines de ces extrémités interagissent avec l’ADN qui les entoure et maintiennent ainsi l’intégrité structurale des NCP. Néanmoins, ces extrémités interagissent également avec les particules voisines participant ainsi à l’organisation supramoléculaire de la chromatine. D’un point de vue fonctionnel, ces extrémités font l’objet de modifications covalentes aussi appelées modifications post-traductionnelles. Ces modifications affectent particulièrement les extrémités amino-terminales des histones H3 et H4, et leur association à des processus biologiques spécifiques a conduit à proposer l’hypothèse d’un « code histone » [17]. Ce code établirait un lien direct entre la modification de certains résidus des queues des histones et l’état transcriptionnel de la chromatine [18]. Les modifications post-traductionnelles les plus étudiées sont l’acétylation de lysines, la méthylation de lysines et d’arginines, la phosphorylation de sérines et thréonines et l’ubiquitinylation de lysines.

Brièvement, l’acétylation des lysines résulte de la formation d’une liaison covalente entre un groupement acétate et une lysine conduisant ainsi à neutraliser la charge positive des lysines. Cinq lysines appartenant aux queues H3 et quatre lysines situées sur les queues de H4 sont susceptibles d’être acétylées. In vivo, l’acétylation induite par des acétyl transférase (HAT) diminue les interactions entre NCP voisins provoquant ainsi la décompaction de la chromatine [19]. L’acétylation est réversible. Les lysines acétylées peuvent être désacétylées par des désacétylases. À l’opposé, la méthylation des groupements basiques, lysines et arginines, par des méthyltransférases conserve la charge positive du groupement amine. La réversibilité du processus de méthylation a été mise en évidence récemment. Une enzyme capable de déméthyler des arginines a été découverte [20]. De même, la découverte, in vitro, de l’activité des déméthylases des lysines, nécessitant l’action conjointe de méthylases et déméthylases, laisse penser que ce mécanisme existe in vivo [21]. Nous ne détaillerons pas dans cet article la phosphorylation de sites spécifiques de la portion amino-terminale de H3 qui ajoute une charge négative au groupement phosphorylé, ni l’ubiquitinylation, qui correspond à la liaison d’une protéine de 76 acides aminés sur un acide aminé de H2A ou H2B.

La complexité des mécanismes qui mènent à ces modifications et qui induisent des fonctions particulières au sein de la chromatine dépasse le cadre de cet article et ne peut être explicitée, ici, en détails. De plus, ces différentes modifications ne sont souvent pas activées indépendamment les unes des autres et leur mode de fonctionnement peut être synergique. Par exemple, l’acétylation de la lysine 16 de H4 en concomitance avec la phosphorylation de la sérine 10 de H3 amplifie l’activité transcriptionnelle du chromosome X masculin [17]. De même, H3 et H4 sont des cibles privilégiées pour la méthylation lorsqu’elles sont acétylées [22]. Enfin, des modifications post-traductionnelles de même nature peuvent entraîner des effets opposés.

La chromatine eucaryote : une organisation dynamique

Si l’on considère la structure présentée précédemment comme figée, l’enroulement de l’ADN autour de l’octamère d’histone dans les nucléosomes ainsi que la compaction très importante de l’ADN au sein du noyau répriment l’activité transcriptionnelle de la chromatine, l’ADN n’étant pas accessible à la machinerie transcriptionnelle. Pour ces raisons, la chromatine condensée appelée hétérochromatine est généralement considérée comme transcriptionnellement inactive tandis que la chromatine décondensée, l’euchromatine, est, elle, active. Un mode d’organisation dynamique de la chromatine est assuré par plusieurs facteurs [23] : la « respiration » spontanée de l’ADN, le glissement de l’ADN autour des histones par des facteurs de remodelage, les modifications post-traductionnelles des queues des histones, l’incorporation de variants d’histones dans les NCP. Ces vecteurs de plasticité ne sont pas indépendants les uns des autres. Leur activation est liée et peut éventuellement s’avérer synergique.

Ouverture spontanée de l’ADN nucléosomal : « respiration » de l’ADN

Des études récentes montrent que la structure des NCP n’est pas figée et qu’il est possible d’observer, notamment in vitro, des mouvements rapides d’ouverture et de fermeture de L’ADN nucléosomal par FRET (fluorescence resonance energy transfer) ou FCS (fluorescence correlation spectroscopy) [20–22]. Les nucléosomes restent bien enroulés pendant 250 ms puis l’ADN s’ouvre pendant des intervalles de temps variant de 10 à 50 ms, assez longs pour rendre l’ADN accessible à des protéines et à des enzymes [24]. Les NCP où l’ADN est bien enroulé sont en équilibre avec des particules dans un état transitoire où l’ADN se déroule pour qu’une protéine puisse éventuellement se fixer à une portion spécifique d’ADN libre.

Remodelage de la chromatine

Le remodelage de la chromatine est assuré par des complexes protéiques constitués de deux à 12 sous-unités [25]. Ces complexes possèdent tous une sous unité ATPase qui leur permet de modifier la structure des NCP en partie grâce à l’énergie libérée lors de l’hydrolyse de l’ATP. On les regroupe par familles. Ils jouent un rôle au niveau de la transcription, de la réplication et de la réparation de l’ADN.

La première famille de facteurs de remodelage est la famille SWI/SNF. Ces complexes comportent 8-15 sous unités dont sept constituent une sous-unité ATPase. Ces complexes augmentent l’accessibilité de l’ADN aux nucléases. Leur action peut être redondante avec celle de l’acétylation des histones. Ils peuvent permettrent l’échange de dimères d’histones H2A/H2B entre NCP. Un autre sous groupe est celui dont les facteurs de remodelage contiennent l’ATPase ISWI. Les complexes ISWI ne comportent que de deux à quatre sous-unités. Le rôle d’ISWI semble être de faire « glisser » les histones sur l’ADN plutôt que d’être impliqué dans la transcription. Les facteurs de remodelage ISWI fonctionnent en dimères. Une troisième famille est celle des complexes NURD dont l’unité ATPase est Mi-2. NURD est impliqué à la fois dans le remodelage et la désacétylation des histones. Mi-2 utilisé seul, in vitro, perturbe les interactions ADN-histones et induit le glissement des NCP.

Différentes hypothèses pour les mécanismes de remodelage des NCP ont été proposées. Pour l’instant, ces mécanismes ne sont pas complètement élucidés. Ces facteurs de remodelage viendraient désolidariser une extrémité d’ADN liée aux histones, provoquant l’obtention de différents types d’états intermédiaires des NCP qui pourraient être instables. Un premier modèle propose que les facteurs de remodelage se lieraient à l’ADN nucléosomal pour induire la formation d’une boucle d’ADN de plusieurs dizaines de paires ou d’une dizaine de paires de base qui se détacheraient du cœur protéique. Cette boucle se propagerait ensuite pour translater l’ADN par rapport aux histones [26]. Un second modèle propose que sous l’action de facteurs de remodelage SWI/SNF, les dimères H2A/H2B ou l’ensemble des histones seraient expulsés du complexe ADN-protéine, pour faciliter le remodelage des NCP [27]. Les facteurs de remodelage semblent également s’accompagner de modifications dans la topologie de l’ADN [28].

L’action des facteurs de remodelage est spécifique. Ils reconnaissent des promoteurs, des séquences de protéines spécifiques, de l’ADN méthylé. Il pourrait y avoir une synergie entre les facteurs de remodelage et l’acétylation des histones. Plus particulièrement, la queue d’histone H4 est nécessaire pour induire l’activité ATPase de NURF et de ISWI [29,30].

Conclusion

Chez les organismes eucaryotes, la compaction de l’ADN est remarquablement conservée et elle est assurée par son enroulement autour d’histones pour former la particule cœur de nucléosome. Non seulement ce mode d’organisation est capable de confiner l’information génétique en des domaines de très petite taille, mais cette organisation n’est pas figée et reste dynamique. Ainsi, l’ADN est accessible et fonctionnel.

Bien que la particule cœur de nucléosome ait été décrite précisément et sans ambigüité, les niveaux d’organisation supérieurs de l’ADN n’ont pas été explicités et restent très controversés. L’organisation supramoléculaire de l’ADN des nucléosomes jusqu’aux chromosomes reste à déterminer.

Références

  1. Lomberk G, Wallrath L, Urrutia R. The heterochromatin protein 1 family. Genome Biol 2006; 7 : 228. [Google Scholar]
  2. Peterson C. The SMC family: novel motor proteins for chromosome condensation ? Cell 1994; 79 : 389–92. [Google Scholar]
  3. DeLange RJ, Fambrough DM, Smith EL, Bonner J. Calf and Pea Histone IV. II. The complete amino acid sequence of calf thymus histone IV. Presence of egr-N-acetyllysine. J Biol Chem 1969; 244 : 319–34. [Google Scholar]
  4. Paedon JF, Wilkins MHF. A super-coil model for nucleohistone. J Mol Biol 1972; 68 : 115–24. [Google Scholar]
  5. Hewish DR, Burgoyne LA. Chromatin sub-structure. The digestion of chromatin DNA at regularly spaced sites by a nuclear deoxyribonuclease. Bioch Bioph Res Com 1973; 52 : 504–10. [Google Scholar]
  6. Kornberg R, Thoma J. Chromatin structure: oligomers of the histones. Science 1974; 184 : 865–8. [Google Scholar]
  7. Olins A, Olins D. Spheroid chromatin units (ν bodies). Science 1974; 183 : 330–2. [Google Scholar]
  8. Richmond TJ, Finch JT, Rushton B, et al. Structure of the nucleosome core particle at 7 Å resolution. Nature 1984; 311 : 532–7. [Google Scholar]
  9. Luger K, Mader AW, Richmond RK, et al. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 Å resolution. Nature 1997; 389 : 251–60. [Google Scholar]
  10. Arents G, Burlingame RW, Wang B, et al. The nucleosomal core histone octamer at 3.1 Å resolution: a tripartite protein assembly and a left-handed superhelix. Proc Natl Acad Sci USA 1991; 88 : 10148–52. [Google Scholar]
  11. Davey CA, Sargent DF, Luger K, Maeder AW, Richmond TJ. Solvent mediated interactions in the structure of the nucleosome core particle at 1,9 Å resolution. J Mol Biol 2002; 319 : 1097–113. [Google Scholar]
  12. Harp JM, Hanson BL, Timm DE, Bunick GJ. Asymmetries in the nucleosome core particle at 2.5 Å resolution. Acta Cryst Section D 2000; 56 : 1513–34. [Google Scholar]
  13. White C, Suto R, Luger K. Structure of the yeast nucleosome core particle reveals fundamental changes in internucleosome interactions. EMBO J 2001; 20 : 5207–18. [Google Scholar]
  14. Suto RK, Clarkson MJ, Tremethick DJ, Luger K. Crystal structure of a nucleosome core particle containing the variant histone H2A.Z. Nat Struct Mol Biol 2000; 7 : 1121–4. [Google Scholar]
  15. Tsunaka Y, Kajimura N, Tate S, Morikawa K. Alteration of the nucleosomal DNA path in the crystal structure of a human nucleosome core particle. Nucleic Acids Res 2005; 33 : 3424–34. [Google Scholar]
  16. Guillemette B, Gaudreau L. H2A.Z : un variant d’histone qui orne les promoteurs des gènes. Med Sci (Paris) 2006; 22 : 941–6. [Google Scholar]
  17. Strahl BD, Allis CD. The language of covalent histone modifications. Nature 2000; 403 : 41–5. [Google Scholar]
  18. Lacoste N, Côté J. Le code épigénétique des histones. Med Sci (Paris) 2003; 19 : 955–9. [Google Scholar]
  19. Miotto B, Struhl K. De la régulation du génome à la progression tumorale : acétylation de la lysine 16 de l’histone H4. Med Sci (Paris) 2007; 23 : 735–40. [Google Scholar]
  20. Cheung P, Lau P. Epigenetic regulation by histone methylation and histone variants. Mol Endocrinol 2005; 19 : 563–73. [Google Scholar]
  21. Lan F, Nottke AC, Shi Y. Mechanisms involved in the regulation of histone lysine demethylases. Curr Op Cell Biol 2008; 20 : 316–25. [Google Scholar]
  22. Annunziato AT, Eason MB, Perry CA. Relationship between methylation and acetylation of arginine-rich histones in cycling and arrested HeLa cells. Biochemistry 1995; 34 : 2916–24. [Google Scholar]
  23. Luger K. Dynamic nucleosomes. Chrom Res 2006; 14 : 5–16. [Google Scholar]
  24. Li G, Levitus M, Bustamante C, Widom J. Rapid spontaneous accessibility of nucleosomal DNA. Nat Struct Mol Biol 2004; 12 : 46–53. [Google Scholar]
  25. Becker PB, Horz W. ATP-dependent nucleosome remodeling. Ann Rev Biochem 2002; 71 : 247–73. [Google Scholar]
  26. Langst G, Becker PB. ISWI induces nucleosome sliding on nicked DNA. Mol Cell 2001; 8 : 1085–92. [Google Scholar]
  27. Peterson C, Tamkun J. The SWI/SNF complex: a chromatin remodeling machine ? Trends Biol Sci 1995; 20 : 143–6. [Google Scholar]
  28. Gavin I, Horn P, Peterson C. SWI/SNF chromatin remodeling requires changes in DNA topology. Mol Cell 2001; 7 : 97–104. [Google Scholar]
  29. Clapier C, Längst G, Corona D, et al. Critical role for the histone H4 N terminus in nucleosome remodeling by ISWI. Mol Cell Biol 2001; 21 : 875–83. [Google Scholar]
  30. Hamiche A, Kang JG, Dennis C, et al. Histone tails modulate nucleosome mobility and regulate ATP-dependent nucleosome sliding by NURF. Proc Natl Acad Sci USA 2001; 98 : 14316–21. [Google Scholar]

Liste des figures

thumbnail Figure 1.

Appariement des paires de bases complémentaires pour former la structure en hélice droite de l’ADN. Au sein des cellules eucaryotes, 146 paires de bases d’ADN s’enroulent en une hélice gauche sur un tour trois quart autour d’un cœur de protéines, appelées histones, pour former la particule cœur de nucléosome ou NCP. Ces particules sont séparées entre elles par des portions d’ADN nu appelé ADN linker pour former la structure en collier de perles de la chromatine. Cette structure est ensuite compactée en des niveaux d’organisation supérieurs toujours en discussion.
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Repliement de l’histone H3 au sein de la particule cœur de nucléosome en vue de face (A) et vue de côté (B). Les extrémités amino- et carboxy-terminales sont étendues pour permettre le passage au travers de l’hélice d’ADN.
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Structure cristallographique de la particule cœur de nucléosome. A. Structure cristallographique contenant 146 paires de bases d’ADN, à 2,8 Å de résolution en vue apicale, le long de l’axe de la super-hélice d’ADN et de côté (d’après [7]). B. L’utilisation de 147 paires de bases d’ADN assure la symétrie de la particule permettant ainsi la détermination d’une structure à 1,9 Å de résolution (d’après [9]. Les extrémités amino- et carboxy-terminales des histones, non structurées, sont toutes localisées dans cette dernière structure, mais sont très mobiles. Le pseudo-axe de symétrie binaire, ou axe dyade, est indiqué par une flèche sur les deux structures. Les histones H2A sont colorées en orange, H2B en rouge, H3 en bleu et H4 en vert.
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