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Numéro
Med Sci (Paris)
Volume 30, Numéro 11, Novembre 2014
Cils primaires et ciliopathies
Page(s) 940 - 943
Section Nouvelles
DOI https://doi.org/10.1051/medsci/20143011003
Publié en ligne 10 novembre 2014

Chez les eucaryotes, l’épissage alternatif est un mécanisme finement régulé qui permet d’accroître la complexité du protéome à partir d’un nombre limité de gènes. En effet, le nombre de gènes chez les vertébrés n’est pas drastiquement différent de celui qui est retrouvé chez les invertébrés (23 000 gènes chez l’homme, 19 000 chez le ver C. elegans). La fréquence de l’épissage alternatif augmentant des eucaryotes unicellulaires aux eucaryotes multicellulaires, celui-ci joue donc un rôle primordial dans la complexité des organismes. Chez les mammifères, l’épissage alternatif affecte presque 95 % des gènes [1]. La raison principale qui fait que l’épissage puisse être alternatif est la force des sites bornant les exons en 5’ et en 3’, dictée par leur similitude à la séquence consensus, qui va déterminer leur affinité pour des facteurs d’épissage et leur utilisation par la machinerie d’épissage. On parle alors de sites forts et de sites faibles et, en règle générale, lorsqu’un site d’épissage est fort, l’épissage est constitutif. La position relative de sites forts ou faibles va entraîner différents types d’épissage alternatif : inclusion/exclusion d’exon, exclusion mutuelle d’exons, site d’épissage alternatif en 3’ ou en 5’ ou rétention d’intron (les promoteurs multiples et les sites multiples de polyadénylation n’étant pas des événements d’épissage alternatif au sens strict). L’utilisation d’un site faible d’épissage est influencée à la fois par des éléments de régulation en cis et des facteurs trans qui se lient aux séquences cis-régulatrices, activatrices ou inhibitrices de l’épissage. Cependant, le taux d’inclusion d’un exon ne dépend pas seulement de la force de ses sites d’épissage, de la présence de séquences cis-régulatrices ou de la concentration, ou des modifications post-traductionnelles d’un facteur d’épissage. En effet, l’épissage et l’épissage alternatif sont intimement couplés à la transcription. Ainsi des facteurs régulant la transcription peuvent également affecter l’épissage alternatif.

Couplage transcription-épissage

Les gènes codant pour les protéines sont transcrits par l’ARN polymérase II (Pol II), donnant naissance aux pré-ARN messagers. Lors de l’élongation de la transcription, le pré-ARN messager en cours de synthèse est accessible à la machinerie d’épissage, ce dernier pouvant alors avoir lieu avant la terminaison de la transcription, donnant la possibilité d’un épissage co-transcriptionnel. La première démonstration d’un épissage co-transcriptionnel est venue des travaux de Beyer et Osheim, qui ont montré, par microscopie électronique, l’assemblage du spliceosome - un complexe multi-protéique orchestrant les réactions d’épissage - et le looping des introns sur le pré-ARN messager en cours de synthèse [2]. Depuis, de nombreuses études ont montré que l’épissage est essentiellement co-transcriptionnel, aussi bien chez la levure [3] que chez l’homme [4].

Plus que deux événements indépendants se déroulant au même instant et au même endroit, la transcription et l’épissage sont intimement coordonnés, l’un étant capable d’influer sur l’autre. Nous n’allons cependant discuter ici que du rôle de la transcription sur l’épissage, bien qu’il existe de plus en plus de preuves d’un rôle de l’épissage sur la transcription [5, 6]. Un des premiers et plus directs arguments mettant en lumière un rôle de la transcription sur l’épissage est venu de l’utilisation de différents promoteurs qui, placés en amont d’un même gène au sein d’un plasmide, induisaient des profils d’épissage différents [7]. Depuis, outre la nature du promoteur, il a été montré que des facteurs de transcription, des co-activateurs et des enhancers transcriptionnels, des facteurs de remodelage de la chromatine ou des facteurs qui affectent la structure de la chromatine, pouvaient également modifier l’épissage alternatif [8]. Pour expliquer ce mécanisme de couplage entre la transcription par la Pol II et l’épissage alternatif, deux modèles, différents mais non exclusifs, ont été proposés : le modèle du recrutement de facteurs et le modèle cinétique.

Le modèle du recrutement

Dans ce premier modèle, le domaine carboxy-terminal (ou CTD) de la Pol II joue le rôle d’une plate-forme fixant des facteurs d’épissage, permettant alors une augmentation de la concentration de ces facteurs aux sites d’épissage, et influençant les décisions d’épissage. C’est notamment le cas de SRSF3 (serine/arginine-rich splicing factor 3, précédemment connu sous le nom de SRp20) qui, en raison de son interaction avec le CTD, peut moduler l’inclusion de l’exon 33 (ou EDI) du gène de la fibronectine [9].

Le modèle cinétique

Le second mécanisme par lequel la machinerie transcriptionnelle influence l’épissage alternatif est le modèle cinétique. Dans ce modèle, la vitesse d’élongation de la transcription par la Pol II va influencer les décisions d’épissage alternatif en modifiant la vitesse à laquelle les sites d’épissage, ainsi que les séquences régulatrices du pré-ARN messager, vont être exposés à la machinerie d’épissage durant la transcription. Il a ainsi été démontré que des séquences induisant un ralentissement de la Pol II ou l’usage de molécules inhibant ou activant l’élongation de la transcription, entraînaient une modification de l’épissage alternatif [8]. Néanmoins, la preuve la plus tangible vient de l’utilisation d’un mutant de la Pol II ayant une vitesse d’élongation réduite, à la fois in vitro et in vivo, due à une mutation au niveau du domaine catalytique. La transcription par ce mutant induit une augmentation de l’inclusion de l’exon EDI du gène codant pour la fibronectine [10]. Le site 3’ d’épissage de cet exon étant faible, au contraire de celui de l’exon suivant, l’hypothèse émise afin d’expliquer ce phénomène est la suivante : lors d’une élongation normale ou rapide, les deux sites 3’ d’épissage sont présentés simultanément à la machinerie d’épissage qui va préférentiellement « choisir » le site fort, ce qui entraînera une exclusion de l’exon alternatif. Au contraire, si l’élongation est lente, le site faible sera présenté avant le site fort et l’exon alternatif sera donc inclus (Figure 1). Il est aussi important de noter qu’une fois le site 3’ d’épissage reconnu en tant que tel par la machinerie d’épissage, l’exon sera toujours inclus dans l’ARN mature ; peu importe l’ordre d’élimination des introns.

thumbnail Figure 1.

Effets opposés de l’élongation de la transcription sur l’épissage alternatif. A. Une élongation de la transcription rapide entraîne préférentiellement le recrutement de la machinerie d’épissage sur le site 3’ d’épissage fort de l’intron en aval et non sur le site 3’ d’épissage faible de l’intron en amont, induisant alors une exclusion de l’exon. Cependant, un ralentissement de l’élongation permet le recrutement du spliceosome au niveau du site 3’ faible, permettant alors l’inclusion de l’exon. B.  Lorsque les deux sites 3’ d’épissage sont de force similaire et que l’intron en amont possède une séquence inhibitrice de l’épissage (en rouge), une élongation rapide entraîne un recrutement du spliceosome sur chacun des sites, suivant le modèle de la définition de l’exon, et l’inclusion de l’exon. Une élongation lente permettra au facteur d’épissage de reconnaître sa séquence cible avant que la définition de l’exon ait lieu, c’est-à-dire avant que la machinerie d’épissage ne soit recrutée au site 5’ d’épissage entraînant une stabilisation du niveau du site 3’ ; l’exon sera donc exclu.

Augmentation de l’exclusion d’exons lors du ralentissement de la transcription : une extension du modèle cinétique

Par ailleurs, des molécules connues pour inhiber globalement l’élongation de la transcription, comme le DRB ou la camptothécine, ont été utilisées pour réaliser des études à haut débit de l’épissage alternatif [11]. Il a ainsi été montré qu’une majorité des exons alternatifs répondaient au modèle cinétique, mais également qu’une partie non négligeable d’exons se comportaient de manière opposée, l’usage de ces molécules induisant une augmentation de leur exclusion. Un lien direct entre cet effet sur l’épissage alternatif et le mécanisme d’action de ces molécules n’ayant pas été validé, nous avons cherché à savoir si un ralentissement de l’élongation pouvait effectivement induire une augmentation de l’exclusion d’exons alternatifs, et par quel mécanisme [12]. Ainsi, nous avons identifié l’exon 9 du gène CFTR (cystic fibrosis transmembrane conductance regulator), dont les mutations sont associées à la mucoviscidose, comme un exon dont l’exclusion était augmentée lors d’un ralentissement de l’élongation. Cet exon nous a alors servi de modèle pour déchiffrer le mécanisme moléculaire mis en jeu. L’épissage de cet exon alternatif est sous le contrôle d’un polymorphisme en 3’ de l’intron 8 qui est capable de recruter des facteurs inhibiteurs de l’épissage, induisant ainsi son exclusion de l’ARN mature. Nous avons montré qu’un ralentissement de l’élongation induisait un plus fort recrutement d’un de ces inhibiteurs, la protéine ETR-3, expliquant l’augmentation de l’exclusion de l’exon (Figure 1). Un ralentissement dans la synthèse du pré-ARN messager entraînant un délai dans la stabilisation de la machinerie d’épissage de part et d’autre de l’exon (aussi appelée définition de l’exon), l’inhibiteur possédait alors plus de temps pour se fixer sur sa cible (la machinerie d’épissage et le facteur inhibant l’épissage étant en compétition).

Ce mécanisme s’applique à une nouvelle classe d’exons. En cela, il ne contredit pas le modèle cinétique, mais il en constitue une extension particulière. L’exclusion de l’exon 9 du gène CFTR est associée à une manifestation pathologique. La possibilité que d’autres exons essentiels soient soumis à une régulation de même nature mérite certainement de nouvelles investigations.

Liens d’intérêt

Les auteurs déclarent n’avoir aucun lien d’intérêt concernant les données publiées dans cet article.

Références

  1. Barash Y, Calarco JA, Gao W, et al. Deciphering the splicing code. Nature 2010 ; 465 : 53–59. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  2. Beyer AL, Osheim YN. Splice site selection, rate of splicing, and alternative splicing on nascent transcripts. Genes Dev 1988 ; 2 : 754–765. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  3. Carrillo Oesterreich F, Preibisch S, Neugebauer KM. Global analysis of nascent RNA reveals transcriptional pausing in terminal exons. Mol Cell 2010 ; 40 : 571–581. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  4. Ameur A, Zaghlool A, Halvardson J, et al. Total RNA sequencing reveals nascent transcription and widespread co-transcriptional splicing in the human brain. Nat Struct Mol Biol 2011 ; 18 : 1435–1440. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  5. Alexander RD, Innocente SA, Barrass JD, Beggs JD. Splicing-dependent RNA polymerase pausing in yeast. Mol Cell 2010 ; 40 : 582–593. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  6. De Almeida SF, Grosso AR, Koch F, et al. Splicing enhances recruitment of methyltransferase HYPB/Setd2 and methylation of histone H3 Lys36. Nat Struct Mol Biol 2011 ; 18 : 977–983. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  7. Cramer P, Pesce CG, Baralle FE, Kornblihtt AR. Functional association between promoter structure and transcript alternative splicing. Proc Natl Acad Sci USA 1997 ; 94 : 11456–11460. [CrossRef] (Dans le texte)
  8. Kornblihtt AR, Schor IE, Allo M, et al. Alternative splicing: a pivotal step between eukaryotic transcription and translation. Nat Rev Mol Cell Biol 2013 ; 14 : 153–165. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  9. de la Mata M, Kornblihtt AR. RNA polymerase II C-terminal domain mediates regulation of alternative splicing by SRp20. Nat Struct Mol Biol 2006 ; 13 : 973–980. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  10. de la Mata M, Alonso CR, Kadener S, et al. A slow RNA polymerase II affects alternative splicing in vivo. Mol Cell 2003 ; 12 : 525–532. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  11. Dutertre M, Sanchez G, De Cian MC, et al. Cotranscriptional exon skipping in the genotoxic stress response. Nat Struct Mol Biol 2010 ; 17 : 1358–1366. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  12. Dujardin G, Lafaille C, de la Mata M, et al. How slow RNA polymerase II elongation favors alternative exon skipping. Mol Cell 2014 ; 54 : 683–690. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)

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Liste des figures

thumbnail Figure 1.

Effets opposés de l’élongation de la transcription sur l’épissage alternatif. A. Une élongation de la transcription rapide entraîne préférentiellement le recrutement de la machinerie d’épissage sur le site 3’ d’épissage fort de l’intron en aval et non sur le site 3’ d’épissage faible de l’intron en amont, induisant alors une exclusion de l’exon. Cependant, un ralentissement de l’élongation permet le recrutement du spliceosome au niveau du site 3’ faible, permettant alors l’inclusion de l’exon. B.  Lorsque les deux sites 3’ d’épissage sont de force similaire et que l’intron en amont possède une séquence inhibitrice de l’épissage (en rouge), une élongation rapide entraîne un recrutement du spliceosome sur chacun des sites, suivant le modèle de la définition de l’exon, et l’inclusion de l’exon. Une élongation lente permettra au facteur d’épissage de reconnaître sa séquence cible avant que la définition de l’exon ait lieu, c’est-à-dire avant que la machinerie d’épissage ne soit recrutée au site 5’ d’épissage entraînant une stabilisation du niveau du site 3’ ; l’exon sera donc exclu.

Dans le texte

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