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Numéro
Med Sci (Paris)
Volume 28, Numéro 4, Avril 2012
Page(s) 350 - 353
Section Nouvelles
DOI https://doi.org/10.1051/medsci/2012284005
Publié en ligne 25 avril 2012

Les gènes Hox codent des facteurs de transcription à homéodomaine impliqués dans la régionalisation des embryons d’animaux à symétrie bilatérale. Chez les vertébrés, ces gènes interviennent plus particulièrement dans la différenciation de structures répétées telles que les rhombomères, les arcs branchiaux et les somites. Les premières études moléculaires menées chez des tétrapodes, comme la souris, le xénope (animaux modèles pour l’étude de la biologie des vertébrés) et l’homme, conclurent que les gènes Hox étaient organisés de façon très contrainte en quatre complexes. Il fut alors tacitement admis que cette organisation était ancestrale et donc commune à l’ensemble des vertébrés. Cette généralisation s’ancra d’autant plus qu’il devint rapidement clair que ces complexes étaient issus de deux duplications successives d’un complexe ancestral unique composé d’au moins 14 gènes Hox, qui se sont produites avant la diversification des vertébrés [1].

Les nouvelles données génomiques

Des études récentes de génomique sur des organismes non-modèles (encore peu ou pas étudiés par les biologistes) ont montré que l’organisation des gènes Hox en quatre complexes est généralisable à l’ensemble des sarcoptérygiens, mais en aucun cas à tous les vertébrés. L’ensemble des vertébrés à mâchoires (les gnathostomes) possèdent plusieurs complexes Hox, alors qu’un seul est présent chez l’amphioxus (un céphalochordé) (Figure 1). Cette augmentation du nombre de complexes Hox chez les gnathostomes est la conséquence des deux duplications du génome (1R et 2R) qui ont eu lieu avant la diversification des gnathostomes actuels [2]. Chez les sarcoptérygiens, les gènes Hox semblent toujours être organisés en quatre complexes (A, B, C et D) (Figure 1), le nombre total de gènes variant peu entre les différentes espèces. Contrairement aux sarcoptérygiens, les actinoptérygiens (poissons à nageoires rayonnées) ont un nombre de complexes Hox très variable selon les espèces. Chez certains actinoptérygiens, ce nombre a même nettement augmenté. En effet, avant la radiation des téléostéens, qui représentent la quasi-totalité des actinoptérygiens, une duplication génomique supplémentaire (3R) a permis l’augmentation de quatre à huit complexes Hox. Pour la plupart de ces espèces, on ne compte actuellement que sept complexes (comme chez le poisson zèbre avec la perte du complexe HoxDb) (Figure 1). Cependant, d’autres, comme le saumon, possèdent jusqu’à treize complexes Hox, conséquence d’un nouvel évènement de tétraploïdisation (4R) [3, 4]. Enfin, dans le groupe des chondrichthyens, des études très récentes ont permis de caractériser l’organisation de ces gènes chez trois espèces : une chimère Callorhincus milii, un requin Scyliorhinus canicula et une raie Leucoraja erinacea. Chez ces espèces, la composition en gènes Hox des complexes A, B et D est identique. La seule différence concerne le complexe HoxC qui est entièrement perdu chez les élasmobranches (requins et raies), mais est maintenu chez la chimère (Figure 1) [57]. Ces observations montrent, s’il en était encore besoin, que les requins ne présentent pas systématiquement des caractères ancestraux. Dans le cas présent, ce sont les sarcoptérygiens et les holocéphales qui ont conservé, indépendamment, la structure ancestrale des quatre complexes Hox.

thumbnail Figure 1.

Organisation génomique des complexes Hox chez les chordés. L’organisation des complexes Hox (HoxA en vert, HoxB en bleu, HoxC en jaune et HoxD en rouge) est représentée chez un poisson téléostéen (le poisson zèbre), un sarcoptérygien (la souris), deux chondrichthyens (la roussette et la chimère) et un céphalochordé (l’amphioxus). Les complexes Hox perdus chez une espèce sont indiqués en pointillé gris. Le nombre total de gènes Hox identifiés dans chaque espèce est indiqué entre parenthèses. Les gènes sont représentés par des têtes de flèches indiquant leur sens de transcription. Les losanges bleus représentent les duplications génomiques (1R et 2R pour la double duplication du génome à la base des gnathostomes et 3R pour la troisième duplication génomique propre aux téléostéens).

La diversité dans l’organisation des gènes Hox est principalement liée aux événements de duplications génomiques qui se sont produits au cours de l’évolution des vertébrés et qui ont eu comme conséquence la création d’une importante redondance génique. Celle-ci est sans doute à l’origine du relâchement des contraintes sur le maintien des gènes et a permis la perte de gènes, voire de complexes entiers. Le cas des élasmobranches est unique car ce sont les seuls gnathostomes à posséder moins de quatre complexes Hox. Une hypothèse raisonnable est de penser que la perte du complexe HoxC chez ces organismes pourrait être compensée au niveau transcriptionnel par l’expression ectopique de gènes Hox d’autres complexes.

Les données d’expression chez un requin

La caractérisation de l’ensemble des patrons d’expression (Figure 2) des gènes Hox chez la roussette (Scyliorhinus canicula) montre que, malgré l’absence du complexe HoxC chez cette espèce, les profils d’expression des autres complexes sont très semblables, voire identiques à ceux décrits chez les autres gnathostomes. La redondance des différents complexes suffirait donc à compenser la perte du complexe HoxC [8], mais il est alors difficile de comprendre pourquoi il est maintenu chez d’autres espèces. Ce complexe fut perdu chez l’ancêtre des élasmobranches avant la séparation des raies et des requins. On peut faire l’hypothèse que cette perte était alors possible, car les duplications des complexes étaient encore relativement récentes et les complexes fonctionnellement redondants. Au cours du temps, des fonctions supplémentaires impliquant une complexification de la transcription du complexe HoxC (nouveaux domaines d’expression, transcrits alternatifs, ARN non codants, etc.) auraient été acquises indépendamment dans le groupe des ostéichthyens et celui des holocéphales, et auraient ainsi empêché son élimination.

thumbnail Figure 2.

Gènes Hox chez la roussette Scyliorhinus canicula. A. Organisation génomique des gènes Hox chez la roussette. B. Représentation schématique synthétisant les patrons d’expression de tous les gènes Hox le long de l’axe antéropostérieur chez un embryon de roussette. Chaque couleur correspond au patron d’expression d’un groupe de paralogie. La position des rhombomères (r) 2, 4 et 7 et des somites (s) 5, 10, 20, 30, 40 et 50 est indiquée. C. Coloration au bleu alcian et au rouge alizarine montrant que le squelette cartilagineux d’un embryon de roussette ne possède que deux types de vertèbres (monospondyles et diplospondyles). Les flèches rouges en B et C indiquent la limite entre ces deux types de vertèbres. Les positions des nageoires pectorales et pelviennes sont indiquées par des accolades rouges. Malgré la présence d’un code Hox avec des domaines d’expression emboîtés (B), toutes les vertèbres antérieures sont de type monospondyle et ne sont pas différenciées morphologiquement contrairement à celles des tétrapodes.

La grande conservation de l’expression des gènes Hox chez les différents gnathostomes est étonnante au vu des différences morphologiques identifiables chez ces espèces au niveau du crâne, des dérivés branchiaux ou du squelette axial. Par exemple, la régionalisation du deuxième arc branchial par les gènes Hox1 et Hox2 est identique chez tous les gnathostomes. Pourtant, les dérivés de cet arc forment des structures aussi différentes que la suspension hyostylique reliant la mâchoire au crâne chez les chondrichthyens et les actinoptérygiens, ou une partie de l’oreille moyenne (l’étrier ou stapes) chez les tétrapodes [9]. L’expression régionalisée des gènes Hox des groupes 1 et 2 dans le deuxième arc branchial était donc établie chez l’ancêtre des gnathostomes, préalablement à la diversification de cette structure dans les différents groupes actuels de vertébrés à mâchoire. De la même manière, la conservation de la régionalisation du cerveau postérieur par les gènes Hox chez les gnathostomes montre que l’expression emboîtée des gènes Hox était établie avant la différenciation morphologique de cette structure dont les aspects sont très variables d’une espèce à l’autre [8, 9]. D’autre part, la superposition des données d’expression aux données morphologiques révèle une étonnante conservation des domaines d’expression de certains gènes Hox liés à des transitions entre deux types de vertèbres chez les tétrapodes mais qui ne sont pas liés à des changements morphologiques chez la roussette et les téléostéens. Par exemple, chez les tétrapodes, les gènes Hox 3-5 sont impliqués dans la différenciation de l’atlas, de l’axis et des vertèbres cervicales et postérieures, et les gènes Hox 9-10 dans la différenciation des vertèbres thoraciques et lombaires [10, 11]. Chez la roussette, les domaines d’expression emboîtés de ces gènes sont conservés sans que leurs limites ne correspondent à des transitions morphologiques entre vertèbres (Figure 2) [8]. Ces données indiquent donc que les domaines d’expression emboîtés des gènes Hox dans la colonne vertébrale furent établis avant la diversification des gnathostomes actuels, et qu’ils ne furent impliqués que plus tard au cours de l’évolution dans la diversification morphologique des vertèbres des tétrapodes.

L’expression emboîtée des gènes Hox dans les rhombomères, les arcs branchiaux et les somites était donc établie bien avant la différenciation morphologique de ces structures. Il faut donc se garder de généraliser à tous les vertébrés le code Hox fonctionnel identifié chez les tétrapodes, car il doit s’agir d’un cas d’ « exaptation » : le recrutement d’une fonction préexistante dans un nouveau processus. Les résultats acquis chez des organismes non-modèles nous amènent donc à repenser le code Hox des tétrapodes comme le résultat de deux composantes : une composante ancestrale qui est l’expression régionalisée emboîtée des gènes Hox et une composante dérivée qui lie cette information de position à des processus morphologiques particuliers.

Conflits d’intérêts

Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflits d’intérêts concernant les données publiées dans cet article.

Références

  1. Carroll SB, Grenier JK, Weatherbee SD. From DNA to diversity: molecular genetics and the evolution of animal design. Oxford : Blackwell Publishing, 2005 : 258 p. (Dans le texte)
  2. Kuraku S, Meyer A. The evolution and maintenance of Hox gene clusters in vertebrates and the teleost-specific genome duplication. Int J Dev Biol 2009 ; 53 : 765–773. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  3. Mungpakdee S, Seo HC, Angotzi AR, et al. Differential evolution of the 13 Atlantic salmon Hox clusters. Mol Biol Evol 2008 ; 25 : 1333–1343. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  4. Amores A, Force A, Yan YL, et al. Zebrafish hox clusters and vertebrate genome evolution. Science 1998 ; 282 : 1711–1714. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  5. Oulion S, Debiais-Thibaud M, d’Aubenton-Carafa Y, et al. Evolution of Hox gene clusters in Gnathostomes: insights from a survey of a shark (Scyliorhinus canicula) transcriptome. Mol Biol Evol 2010 ; 27 : 2829–2838. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  6. Ravi V, Lam K, Tay BH, et al. Elephant shark (Callorhinchus milii) provides insights into the evolution of Hox gene clusters in gnathostomes. Proc Natl Acad Sci USA 2009 ; 106 : 16327–16332. [CrossRef]
  7. King BL, Gillis JA, Carlisle HR, Dahn RD. A natural deletion of the HoxC cluster in elasmobranch fishes. Science 2011 ; 334 : 1517. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  8. Oulion S, Borday-Birraux V, Debiais-Thibaud M, et al. Evolution of repeated structures along the body axis of jawed vertebrates, insights from the Scyliorhinus canicula Hox code. Evol Dev 2011 ; 13 : 247–259. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  9. Kardong KV. Vertebrates: comparative anatomy, function, evolution. Boston : McGraw-Hill Higher Education, 2006 : 782 p. (Dans le texte)
  10. McIntyre DC, Rakshit S, Yallowitz AR, et al. Hox patterning of the vertebrate rib cage. Development 2007 ; 134 : 2981–2989. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)
  11. Wellik DM. Hox genes and vertebrate axial pattern. Curr Top Dev Biol 2009 ; 88 : 257–278. [CrossRef] [PubMed] (Dans le texte)

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Liste des figures

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Organisation génomique des complexes Hox chez les chordés. L’organisation des complexes Hox (HoxA en vert, HoxB en bleu, HoxC en jaune et HoxD en rouge) est représentée chez un poisson téléostéen (le poisson zèbre), un sarcoptérygien (la souris), deux chondrichthyens (la roussette et la chimère) et un céphalochordé (l’amphioxus). Les complexes Hox perdus chez une espèce sont indiqués en pointillé gris. Le nombre total de gènes Hox identifiés dans chaque espèce est indiqué entre parenthèses. Les gènes sont représentés par des têtes de flèches indiquant leur sens de transcription. Les losanges bleus représentent les duplications génomiques (1R et 2R pour la double duplication du génome à la base des gnathostomes et 3R pour la troisième duplication génomique propre aux téléostéens).

Dans le texte
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Gènes Hox chez la roussette Scyliorhinus canicula. A. Organisation génomique des gènes Hox chez la roussette. B. Représentation schématique synthétisant les patrons d’expression de tous les gènes Hox le long de l’axe antéropostérieur chez un embryon de roussette. Chaque couleur correspond au patron d’expression d’un groupe de paralogie. La position des rhombomères (r) 2, 4 et 7 et des somites (s) 5, 10, 20, 30, 40 et 50 est indiquée. C. Coloration au bleu alcian et au rouge alizarine montrant que le squelette cartilagineux d’un embryon de roussette ne possède que deux types de vertèbres (monospondyles et diplospondyles). Les flèches rouges en B et C indiquent la limite entre ces deux types de vertèbres. Les positions des nageoires pectorales et pelviennes sont indiquées par des accolades rouges. Malgré la présence d’un code Hox avec des domaines d’expression emboîtés (B), toutes les vertèbres antérieures sont de type monospondyle et ne sont pas différenciées morphologiquement contrairement à celles des tétrapodes.

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