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Numéro
Med Sci (Paris)
Volume 24, Numéro 12, Décembre 2008
Page(s) 1093 - 1095
Section Forum
DOI https://doi.org/10.1051/medsci/200824121093
Publié en ligne 15 décembre 2008

© 2008 médecine/sciences - Inserm / SRMS

Normoxie expérimentale en culture = hyperoxie physiologique

Actuellement, les cultures cellulaires effectuées dans des incubateurs « classiques » sous 5 % de CO2 se font sous la pression atmosphérique d’O2, qui est d’environ 160 mm Hg (≈21 % O2). Cette pO2 dite « atmosphérique » est toutefois légèrement inférieure dans les incubateurs de culture cellulaire dont l’atmosphère présente une hygrométrie élevée et contient 5 % de CO2. Or in vivo, la pression partielle en oxygène dans les tissus n’atteint jamais une telle valeur. Ainsi, la pO2 du sang artériel est de 95 ± 5 mmHg, celle du sang veineux est d’environ 40 mmHg, et cette pression varie entre 6 et 34 mmHg (1-5 % O2) au niveau de la plupart des tissus [1, 2]. Le mode de culture in vitro des cellules issues de tissus humains impose donc de ce fait une « hyperoxie » artificielle aux conséquences très imparfaitement contrôlées. Ce problème posé par la pO2 des cultures cellulaires est probablement encore plus crucial dans le cas spécifique des cellules tumorales dont on sait qu’elles sont confrontées in vivo à des conditions hypoxiques, du fait d’une masse tumorale exagérée et d’une vascularisation souvent insuffisante en dépit du phénomène d’angiogenèse. Ainsi, la « normoxie » expérimentale des cultures de cellules tumorales, qui correspond aux conditions de culture cellulaire classiques définies il y a près d’un siècle à une époque où les pressions partielles en O2 des tissus commençaient juste à être étudiées, est en fait une condition d’hyperoxie. En d’autres termes, la « normoxie » expérimentale ou « culturelle » de nos milieux de culture correspond à une « hyperoxie » physiologique. Le manque de vigilance fréquent vis-à-vis de ce phénomène vient probablement du fait que les cellules normales ou tumorales survivent et sont capables de croître même sous la pression atmosphérique de 21 % de O2 (pO2≈160 mmHg). Néanmoins, ces conditions « hyperoxiques » ne sont pas dépourvues de conséquences et altèrent très probablement de manière négative la physiologie cellulaire. Pour preuve l’observation faite dès 1972 mentionnant que la diminution de la pression en oxygène des milieux de culture en deçà de la pO2 atmosphérique a un effet bénéfique sur les cellules en augmentant l’efficacité d’ensemencement [3]. Cette constatation a été confirmée à plusieurs reprises [47]. De plus, il a été montré que le fait de cultiver des fibroblastes humains dans une atmosphère où les pourcentages d’O2 sont inférieurs aux 20 % « conventionnels » retarde leur entrée en sénescence et augmente le nombre de doublements de population [5, 79]. Ces différences de croissance selon la richesse en O2 du milieu pourraient être liées, entre autres, au stress oxydatif qu’entraîne l’hyperoxie « culturelle » [8, 10]. Enfin, plus récemment, l’influence de la pO2 des conditions de culture a été étudiée dans le cas de cellules souches. C’est ainsi que les conditions de culture « classiques » (20 % O2) apparaissent aujourd’hui préjudiciables au maintien des cellules souches qui requiert un pourcentage proche de 1-3 % [2, 1113]. Par ailleurs, dans le cas des tumeurs gliales du cerveau (glioblastomes), la diminution de la pO2 favorise le maintien de la population exprimant la protéine CD133 en culture [14] - population à laquelle on attribue selon certaines publications un rôle critique en terme de tumorigénicité [15].

Variations de la pression d’oxygène au cours de la culture

Toutefois, l’opinion selon laquelle la pO2 des cultures cellulaires est hyperoxique par rapport aux conditions physiologiques n’est que partiellement correcte. En effet, si la pO2 d’un milieu de culture fraîchement préparé se situe bien aux alentours de 160 mmHg, cette pO2 diminue au cours de la culture cellulaire du fait de la respiration cellulaire. Cet effet est d’autant plus marqué que le milieu de culture est, sauf dans le cas de cultures « roller »1, un milieu stagnant qui limite les échanges gazeux. C’est ainsi que les cellules cultivées dans les conditions « standard » actuelles sont bien soumises à chaque changement de milieu à un apport de milieu de culture hyperoxique, mais cette hyperoxie pourra n’être que transitoire compte tenu de la consommation d’oxygène par les cellules. De ce fait, le milieu atteindra progressivement et transitoirement une normoxie péricellulaire en fonction du métabolisme et de la densité cellulaires, et pourra même devenir hypoxique lorsque le tapis cellulaire sera très confluent [16].

Le cas des cultures sphéroïdes

La complexité de cette situation expérimentale prend par ailleurs une dimension supplémentaire lors de la culture de cellules cancéreuses sous forme de sphéroïdes. Dans ce cas, les cellules (qui ne forment pas un tapis cellulaire au fond de la boîte de culture, mais poussent sous la forme d’agglomérats sphériques multicellulaires) sont soumises à des valeurs de pO2 très hétérogènes du fait de l’établissement d’un gradient de pO2 au sein de chacun des sphéroïdes [1719]. En effet, du fait de la limitation de la diffusion de l’oxygène au sein du sphéroïde et de la consommation de l’oxygène par les cellules qui le composent, les cellules de la périphérie sont exposées à une pO2 supérieure à celle qui existe au plus profond du sphéroïde. Les cellules se développent ainsi dans un milieu dont la tendance hypoxique sera plus ou moins marquée en fonction de paramètres biophysiques peu contrôlables (densité de cellules, taille du sphéroide, vitesse de consommation d’oxygène…). Par ailleurs, dans les sphéroïdes, d’autres gradients liés au métabolisme cellulaire (pH, lactate, glucose, facteurs de croissance…) vont s’ajouter au gradient d’O2. Dans le cas de l’oxygène, l’existence de ce type de gradient n’est pas retrouvée dans les cultures monocouches [16]. Ces conditions hétérogènes et imparfaitement définies au sein d’une même culture pourraient néanmoins avoir l’avantage pour l’expérimentateur, à la condition d’en maîtriser les paramètres, de « mimer » in vitro certains aspects retrouvés in vivo dans les masses tumorales mal perfusées.

Péché de facilité ?

La définition des conditions de pO2 pour la culture de cellules tumorales, et notamment pour celles cultivées sous forme de monocouche, devrait donc à terme devenir aussi incontournable que le contrôle de la température ou du pH. Dans ces conditions, pourquoi continue-t-on à cultiver les cellules cancéreuses sous 20-21 % O2 ? Une réponse avancée dans la revue « Cancer Cell » : « parce que c’est plus facile, qu’on a toujours fait comme ça et que les cellules se divisent bien dans une atmosphère contenant 21 % d’O2 » [20] alimente l’insatisfaction. En effet, si ces arguments devaient être retenus, ils suggéreraient que nous sélectionnons certaines conditions expérimentales sur la base de la facilité, du conformisme et de la productivité. Le problème de la pO2 des conditions de culture pourrait alors être le reflet d’une autre crise culturelle plus profonde. La lutte contre le cancer doit pouvoir remettre en cause les protocoles expérimentaux les mieux établis, et parmi eux ceux utilisés en culture cellulaire. On pourra bien sûr objecter que les conditions de culture cellulaire sont forcément très éloignées des conditions physiologiques et que le problème soulevé ici avec la pO2 peut être généralisé à une multitude d’autres constantes physiologiques. Répondre au problème des meilleures modalités d’oxymétrie nécessaires in vitro à la culture des cellules cancéreuses n’est cependant pas qu’un problème académique ; c’est une question cruciale pour assurer la pertinence des expériences menées in vitro dans la plupart des laboratoires, avec des conséquences importantes sur les conclusions physiopathologiques et thérapeutiques.


1

On désigne ainsi des cultures de cellules effectuées dans des flacons de culture qui sont agités en permanence.

Références

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  2. Csete M. Oxygen in the cultivation of stem cells. Ann NY Acad Sci 2005; 1049 : 1–8. (Dans le texte)
  3. Richter A, Sanford KK, Evans VJ. Influence of oxygen and culture media on plating efficiency of some mammalian tissue cells. J Natl Cancer Inst 1972; 49 : 1705–12. (Dans le texte)
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  8. Chen Q, Fischer A, Reagan JD, et al. Oxidative DNA damage and senescence of human diploid fibroblast cells. Proc Natl Acad Sci USA 1995; 92 : 4337–41. (Dans le texte)
  9. Balin AK, Fisher AJ, Anzelone M, et al. Effects of establishing cell cultures and cell culture conditions on the proliferative life span of human fibroblasts isolated from different tissues and donors of different ages. Exp Cell Res 2002; 274 : 275–87. (Dans le texte)
  10. Campisi, J. From cells to organisms : can we learn about aging from cells in culture ? Exp Gerontol 2001; 36 : 607–18. (Dans le texte)
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