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Numéro
Med Sci (Paris)
Volume 23, Numéro 3, Mars 2007
Page(s) 230 - 232
Section Nouvelles
DOI https://doi.org/10.1051/medsci/2007233230
Publié en ligne 15 mars 2007

La morphogenèse et le renouvellement des édifices biologiques impliquent la coordination d’un grand nombre de cellules qui adoptent des comportements collectifs. Cette coordination nécessite la cohérence mécanique et fonctionnelle de l’ensemble des cellules qui composent le tissu. Afin d’assurer cette cohérence, chaque cellule doit s’accorder précisément avec son environnement en adaptant son architecture et son organisation interne. L’identification des signaux biochimiques que les cellules échangent et des paramètres mécaniques auxquels elles sont sensibles pour définir leur organisation interne et leur polarité est donc une étape clé vers la compréhension des lois de construction des architectures multicellulaires. Bien que l’importance de l’adhérence cellulaire [1, 2] et des forces exercées sur la cellule [3] au sein des tissus ait été mise en évidence, la façon dont ces paramètres influencent l’organisation interne des cellules reste à découvrir. Ce type d’étude est actuellement limité expérimentalement. Il est en effet très difficile de manipuler ces paramètres dans les tissus.

Contrôle du microenvironnement cellulaire

Les techniques de microfabrication par photolithographie et les traitements de surface permettent aujourd’hui d’imprimer des protéines d’adhérence cellulaire selon des motifs qui ont la taille des cellules et d’entourer ces motifs de polymères anti-adhésifs [4, 5]. En contrôlant la géométrie de leur patron adhésif, on peut contrôler individuellement la forme des cellules en culture [5]. Ainsi, il a pu être montré que l’allongement dans une direction privilégiée de la forme de la cellule (anisotropie) était un facteur géométrique capable d’influencer l’orientation de la polarité cellulaire [6]. Il faut cependant noter que la forme est supportée par des structures cellulaires : c’est par l’établissement de points d’ancrage avec l’environnement extracellulaire et par l’assemblage d’actine à partir de ces points que la cellule acquiert sa forme. In vivo, la localisation de ces points d’ancrage dépend de la disposition des cellules voisines et de la structure de la matrice extracellulaire. Selon toute vraisemblance, ce n’est pas uniquement l’information métrique présente dans la forme qui dirige l’organisation interne de la cellule mais la signalisation entretenue par la localisation des points d’ancrage sur lesquels se construit l’architecture de la cellule. Autrement dit, des cellules de formes identiques mais ayant des points d’ancrage différents pourraient mettre en place des organisations internes distinctes. Nous avons donc décidé d’étudier spécifiquement l’effet de la géométrie du microenvironnement adhésif des cellules sur l’orientation de leur polarité [7].

La polarité cellulaire s’accorde avec la géométrie de l’environnement adhésif

La forme des cellules correspond systématiquement à l’enveloppe convexe du patron adhésif auquel elles sont confrontées [5]. Il est donc possible d’imposer aux cellules des formes identiques sur des patrons adhésifs différents si ces patrons ont la même enveloppe convexe (Figure 1). Cela nous a permis de distinguer l’effet de la forme de la cellule de celui de la disposition spatiale de leur points d’ancrage. Nous avons pu ainsi observer et quantifier l’effet des zones adhésives et des zones non adhésives de l’environnement extracellulaire sur l’organisation des composants de la cellule.

thumbnail Figure 1.

La polarité cellulaire s’accorde avec la géométrie de l’environnement adhésif. La première ligne montre les différents patrons adhésifs utilisés. Ils sont constitués de fibronectine, une protéine médiatrice de l’adhérence cellulaire. Ils ont été imprimés sur des lamelles de verre grâce à des tampons micro-structurés. De gauche à droite, ces patrons imposent un, deux ou trois bords non adhésifs aux cellules. Une centaine de cellules ont été photographiées sur chaque patron. Les marquages de la cortactine (en bleu), une protéine participant à la création des protrusions membranaires, et de la F-actine (en rouge), engagée dans les fibres de stress, illustrent la distribution spatiale moyenne des zones de protrusion et de contraction sur chacun des patrons (les moyennes des valeurs individuelles observées ont été prises en compte). La troisième ligne montre le marquage du noyau (bleu), du centrosome (vert) et de l’appareil de Golgi (rouge) pour chacun des trois patrons. Le contour cellulaire correspondant est indiqué. L’axe défini par le noyau, le centrosome et le Golgi est aligné selon le plan de symétrie du patron adhésif et orienté depuis les zones non adhésives vers les zones adhésives.

Le long d’un bord adhésif, la cellule installe de nombreux points d’ancrage discrets et le cytosquelette d’actine polymérise en un réseau branché qui exerce sur la membrane plasmique une force résultant en la formation de protrusions membranaires ou lamellipodes. Le long des bords non adhésifs, l’actine s’organise différemment, et forme des fagots de filaments parallèles à la membrane ou fibres de stress. Ces fibres sont contractiles et supportent la tension que la cellule produit sur son environnement. Le cytosquelette d’actine est donc polarisé en zones de protrusion ou de contraction selon que le support est adhésif ou non adhésif (Figure 1).

Les microtubules croissent de façon radiale à partir du centrosome. Lorsqu’ils atteignent la périphérie cellulaire, leur croissance est stoppée si la zone est adhésive. Au contraire, ils continuent de croître le long des fibres de stress si la zone est non adhésive. La dynamique des microtubules et l’orientation de leur croissance sont donc elles aussi influencées par l’adhérence de l’environnement extracellulaire.

Le noyau est excentré vers les zones de contractilité cellulaire, là où la cellule ne peut pas adhérer. Le centrosome et l’appareil de Golgi sont eux placés précisément au centre de la cellule. Cette capacité du système centrosome-microtubules à se maintenir au centre de la cellule en dépit de l’hétérogénéité corticale et de la polarité du système actine nous semble un point non trivial et particulièrement intéressant qui mériterait une analyse plus approfondie. Dans des cellules de forme identique, l’orientation de l’axe noyau-centrosome dépend de l’anisotropie de l’environnement adhésif externe. La présence d’une zone non adhésive va rompre l’homogénéité spatiale de l’environnement, induire une contraction locale de la cellule et un déplacement du noyau vers cette zone de contraction.

Conclusions

Les dispositions respectives des zones adhésives et non adhésives de l’environnement extracellulaire influencent donc l’ensemble de l’organisation intracellulaire depuis les structures périphériques jusqu’au positionnement interne des organites. L’axe noyau-centrosome, indicateur de l’orientation de la polarité cellulaire, est systématiquement orienté depuis les zones non adhésives vers les zones adhésives. Les mécanismes moléculaires et les lois physiques impliqués dans cette organisation restent encore à élucider. Cette réponse cellulaire joue certainement un rôle déterminant au cours du développement et du renouvellement des tissus. Le dérèglement de la réponse cellulaire à son environnement adhésif induirait nécessairement des anomalies morphologiques et des dysfonctionnements physiologiques importants.

Références

  1. Drubin DG, Nelson WJ. Origins of cell polarity. Cell 1996; 84 : 335–44. (Dans le texte)
  2. Yeaman C, Grindstaff KK, Nelson WJ. New perspectives on mechanisms involved in generating epithelial cell polarity. Physiol Rev 1999; 79 : 73–98. (Dans le texte)
  3. Ingber DE. Mechanical control of tissue morphogenesis during embryological development. Int J Dev Biol 2006; 50 : 255–66. (Dans le texte)
  4. Singhvi R, Kumar A, Lopez GP, et al. Engineering cell shape and function. Science 1994; 264 : 696–8. (Dans le texte)
  5. Thery M, Pepin A, Dressaire E, Chen Y, Bornens M. Cell distribution of stress fibres in response to adhesive environment geometry. Cell Motil Cytoskeleton 2006; 63 : 341–55. (Dans le texte)
  6. Jiang X, Bruzewicz DA, Wong AP, Piel M, Whitesides GM. Directing cell migration with asymmetric micropatterns. Proc Natl Acad Sci USA 2005; 102 : 975–8. (Dans le texte)
  7. Thery M, Racine V, Piel M, et al. From the cover: anisotropy of cell adhesive microenvironment governs cell internal organization and orientation of polarity. Proc Natl Acad Sci USA 2006; 103 : 19771–6. (Dans le texte)

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Liste des figures

thumbnail Figure 1.

La polarité cellulaire s’accorde avec la géométrie de l’environnement adhésif. La première ligne montre les différents patrons adhésifs utilisés. Ils sont constitués de fibronectine, une protéine médiatrice de l’adhérence cellulaire. Ils ont été imprimés sur des lamelles de verre grâce à des tampons micro-structurés. De gauche à droite, ces patrons imposent un, deux ou trois bords non adhésifs aux cellules. Une centaine de cellules ont été photographiées sur chaque patron. Les marquages de la cortactine (en bleu), une protéine participant à la création des protrusions membranaires, et de la F-actine (en rouge), engagée dans les fibres de stress, illustrent la distribution spatiale moyenne des zones de protrusion et de contraction sur chacun des patrons (les moyennes des valeurs individuelles observées ont été prises en compte). La troisième ligne montre le marquage du noyau (bleu), du centrosome (vert) et de l’appareil de Golgi (rouge) pour chacun des trois patrons. Le contour cellulaire correspondant est indiqué. L’axe défini par le noyau, le centrosome et le Golgi est aligné selon le plan de symétrie du patron adhésif et orienté depuis les zones non adhésives vers les zones adhésives.

Dans le texte

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