Dans sa définition moderne, le terme épigénétique désigne des
paramètres, héritables au cours des divisions cellulaires, qui
contribuent à la régulation d’états fonctionnels au sein d’une
cellule sans affecter directement la séquence d’ADN. Cette
appréciation de l’importance de paramètres non codés génétiquement
a pris un essor particulier avec les récents progrès réalisés dans
la connaissance de l’organisation du génome au sein du noyau des
cellules.
En effet, le génome nucléaire s’organise en une structure
nucléoprotéique, appelée chromatine, qui, outre sa composante
génétique, est riche d’une information épigénétique [1, 2]. Au
niveau moléculaire, son unité élémentaire, le nucléosome, comprend
une particule cœur et une région internucléosomique. La particule
cœur est composée de 146 paires de bases d’ADN enroulées autour
d’un octamère protéique comprenant deux copies de chacune des
histones H2A, H2B, H3 et H4 (Figure 1A) [3], la région
internucléosomique étant pour sa part caractérisée par la présence
de l’histone H1 (histone « lien »). C’est donc la chromatine, et
non l’ADN seul, qui est impliquée dans tous les événements
moléculaires faisant intervenir le matériel génétique, à savoir la
réplication, la transcription, la réparation et la
recombinaison.
L’information épigénétique au sein de la chromatine est
principalement véhiculée par des modifications de l’ADN et des
histones. La modification majeure de l’ADN est la méthylation de la
cytosine, qui est généralement la marque d’une chromatine
transcriptionnellement silencieuse chez les vertébrés [4]. Quant
aux histones, différentes modifications post-traductionnelles ont
été décrites, comme l’acétylation, la phosphorylation, la
méthylation et l’ubiquitinylation [5-7]. De plus, la nature même
des histones, qui existent sous différentes formes appelées
variants, est également une donnée épigénétique dont le rôle majeur
a récemment été mis en avant [8]. Dans cet article, nous nous
intéresserons aux principales modifications des histones de la
particule cœur, en mettant tout particulièrement l’accent sur les
nouvelles données concernant les variants d’histones et leur
importance dans la modulation de l’information épigénétique.
Figure 1. Particule cœur du nucléosome et modifications des
histones. A. Structure de la particule cœur du nucléosome. La
double hélice d’ADN (en bleu clair) s’enroule autour d’un octamère
protéique constitué de deux molécules de chaque histone : H2A (en
jaune), H2B (en rouge), H3 (en bleu) et H4 (en vert). Nt/Ct indique
les extrémités amino- et carboxyterminales (d’après [3]). B. Les
extrémités amino- et carboxyterminales des histones sont les cibles
privilégiées de modifications post-traductionnelles : les mieux
caractérisées sont l’acétylation, la méthylation, la
phosphorylation et l’ubiquitinylation. Leurs cibles et leurs
effecteurs (enzymes qui catalysent l’ajout ou la suppression de la
modification) sont indiqués. Une seule histone déméthylase a été
décrite à ce jour, LSD1 (lysine specific demethylase 1), qui est
capable de déméthyler la lysine 4 de l’histone H3. C. Structure et
modifications des histones majeures de la particule cœur du
nucléosome chez l’homme. Les trois hélices alpha du motif conservé
histone-fold, intervenant dans la dimérisation des histones, sont
représentées par des rectangles gris. La nature et la position des
modifications post-traductionnelles sont schématisées comme en
B.
Modifications post-traductionnelles des histones : le
« code histone »
Les histones sont de petites protéines basiques (11-22 kDa)
contenant un domaine globulaire de nature hydrophobe, le domaine
histone-fold. Ce domaine, formé de trois hélices alpha, est
impliqué dans la dimérisation des histones. De part et d’autre de
ce domaine, très conservé, s’étendent les extrémités amino- et
carboxyterminales qui émergent à la surface du nucléosome. Les
extrémités aminoterminales, et dans une moindre mesure
carboxyterminales, sont les cibles privilégiées de nombreuses
modifications post-traductionnelles, bien que de nouvelles
modifications aient également été identifiées dans d’autres
régions. Les modifications les plus étudiées à ce jour sont
l’acétylation, la méthylation, la phosphorylation et
l’ubiquitinylation, mais d’autres modifications ont également été
décrites telles que l’ADP-ribosylation, la sumoylation, la
glycosylation ou la biotinylation. De plus, le nombre de
modifications identifiées continue à s’accroître, grâce notamment à
l’application de nouvelles approches technologiques telle que la
spectrométrie de masse [9, 10].
Ces modifications covalentes sont ciblées sur des résidus
spécifiques pour chaque histone et sont catalysées, généralement de
manière réversible, par des enzymes également spécifiques (Figure
1B et C). Des familles d’enzymes qui ajoutent ou enlèvent une
modification ont été caractérisées, mettant en évidence la
réversibilité de telles modifications. Toutefois, jusqu’à très
récemment, il n’était pas connu d’enzyme capable de déméthyler les
histones. Ce n’est qu’à la fin de l’année 2004 qu’une protéine,
LSD1 (lysine specific demethylase 1), ayant une activité
déméthylase sur la lysine 4 de l’histone H3, a été décrite [11]. De
plus, la déméthylation des arginines de l’histone H3 a également
été mise en évidence, mais par un processus indirect faisant
intervenir une étape de désimination qui convertit l’arginine en
citrulline qui ne peut plus être méthylée [12, 13]. La
réversibilité des modifications d’histone, tout comme celle de la
modification par méthylation des CpG de l’ADN, met en évidence la
plasticité de l’information épigénétique, à l’inverse du code
génétique stable en dehors des événements de mutagenèse. Ainsi, les
modifications des histones modulent la structure de la chromatine,
permettant de contrôler les fonctions cellulaires liées à l’ADN,
comme la transcription, en réponse à des changements physiologiques
dans la cellule.
Il est proposé que l’ensemble des modifications des histones
constituerait un code, appelé « code histone », qui permettrait
d’associer à chaque combinaison de modifications un état
particulier de la chromatine [5-7]. La transduction du code histone
(Figure 2) implique la transformation de l’information codée par
les modifications d’histones en une réponse contrôlant les
fonctions cellulaires liées à l’ADN. Cette transduction peut être
la conséquence directe d’un changement de structure de la
chromatine, mais peut également faire intervenir un intermédiaire
protéique, un transducteur, qui interagit spécifiquement avec
l’histone modifiée. Ainsi, l’histone H3 est reconnue par des
protéines à chromodomaine, telles que HP1 (heterochromatin protein
1), lorsque sa lysine 9 est méthylée. Les histones acétylées
interagissent quant à elles spécifiquement avec des protéines à
bromodomaine.
La méthylation de la lysine 9 sur l’histone H3 constitue une marque
- ou signature - associée aux régions du génome
transcriptionnellement inactives, tandis que l’état hyperacétylé
des histones correspond généralement aux régions actives.
L’existence de plusieurs modifications sur une même histone apporte
une dimension supplémentaire au code histone. En effet, une
modification sur un site peut influencer la capacité d’un autre
site à être modifié, de manière synergique ou au contraire
antagoniste. Ainsi, la phosphorylation de la sérine 10 de l’histone
H3 inhibe la méthylation de la lysine 9, mais est retrouvée
associée aux lysines 9 et/ou 14 acétylées au cours d’une
stimulation hormonale. Dans ce dernier cas, la
phosphorylation/acétylation de l’histone H3 est la marque d’une
région active transcriptionnellement, tandis que la phosphorylation
de H3 est, dans un autre cas, corrélée à la condensation des
chromosomes mitotiques. Le schéma actuel s’appuie donc sur une
combinaison de modifications, et non une modification isolée, afin
de conditionner un état particulier de la chromatine. Ce constat
met en évidence le caractère très élaboré du code histone, dont le
décryptage n’en est qu’à ses prémices.
En outre, ce code présente deux niveaux de lecture possibles. En
toile de fond, les modifications stables au cours des divisions
cellulaires, qu’on peut véritablement qualifier d’épigénétique
selon la définition de Robin Holliday [14], telles que celles
associées aux régions centromériques. Sur cette trame s’ajoutent
les modifications qui permettent des changements d’états rapides et
réversibles en réponse à des signaux externes, telles que la
phosphorylation de l’histone H3 en réponse à un stress. Il est
certainement intéressant, sur un plan évolutif, de réaliser que les
mêmes types de modifications sont susceptibles d’être engagés dans
deux modes d’utilisation : à court et à long terme (en transduction
du signal ou pour une mémoire épigénétique).
Figure 2. Transduction du « code histone ». La combinaison entre
les différentes modifications post-traductionnelles des histones
présentes dans un nucléosome engendre, selon l’hypothèse du « code
histone », un état actif ou inactif, notamment pour la
transcription. Cet état peut-être la conséquence directe d’une
structure particulière du nucléosome (1), ou résulter d’une
interaction spécifique avec une protéine ou un complexe protéique
(transducteur) (2).
Les variants d’histones : histones majeures et
histones de remplacement
Chaque histone de la particule cœur, sauf H4, existe dans la
cellule sous plusieurs formes protéiques, qui ont des homologies de
séquences variables et sont codées par des gènes différents [15].
L’ensemble de ces formes pour chaque histone est regroupé sous le
terme de « variants d’histones » (Figure 3A). Bien qu’ils soient
connus depuis plusieurs dizaines d’années, les variants d’histones
n’ont que très récemment fait l’objet d’un regain d’intérêt. Cet
intérêt grandissant est en partie lié aux progrès technologiques
qui permettent de localiser spécifiquement un variant d’histone, in
vivo, en le fusionnant à la protéine fluorescente GFP (green
fluorescent protein). Cette technique a permis de montrer, chez la
drosophile, que le mode d’incorporation dans la chromatine du
variant H3.3 diffère de celui du variant H3.2 [16].
Schématiquement, il existe deux types de variants d’histones : les
histones majeures et les histones de remplacement. On appelle
histones majeures les histones dont l’expression est augmentée au
cours de la phase S, afin de répondre au besoin massif en histones
nécessaires à l’assemblage en chromatine de l’ADN en cours de
réplication. Les histones de remplacement, minoritairement
représentées, sont exprimées également en dehors de la phase S et
peuvent être incorporées dans la chromatine indépendamment de la
synthèse d’ADN [17]. Il est depuis peu apparu que certains variants
sont associés à des structures ou à des fonctions spécifiques de la
chromatine.
Deux variants de H2B, H2B.1 et H2B.2, sont des histones majeures,
et un seul variant de remplacement, TSH2B (testis-sperm specific
H2B), spécifique des tissus testiculaires et des spermatozoïdes, a
été identifié à ce jour [18]. Les variants les mieux caractérisés
sont ceux des histones H2A et H3. Six variants de l’histone H2A ont
été décrits : deux histones majeures, H2A.1 et H2A.2, et quatre
histones de remplacement, H2A.Z, H2A.X, macroH2A et H2A-Bbd (Barr
body deficient) (Figure 3B) [19, 20]. Le variant H2A.Z joue un rôle
essentiel dans le développement embryonnaire précoce chez les
mammifères. Contrairement aux premières études, des données
récentes ont montré qu’un nucléosome contenant H2A.Z serait plus
stable que celui contenant l’une des histones majeures H2A. Les
données concernant le rôle de H2A.Z sur l’activité
transcriptionnelle sont également ambiguës : si certaines études
démontrent que le variant H2A.Z semble important pour la formation
de régions transcriptionnellement inactives, d’autres suggèrent que
sa présence favoriserait la transcription. Le variant H2A.X est,
quant à lui, phosphorylé en réponse aux cassures double-brin de
l’ADN, et semble jouer un rôle important dans le processus de
réparation de ces lésions. Le résidu cible de cette phosphorylation
est la sérine 139, spécifique du variant H2A.X et située à son
extrémité carboxyterminale. De son côté, le variant macroH2A est
enrichi dans des régions silencieuses, notamment dans le chromosome
X inactif (chez les femelles de mammifères), tandis que H2A-Bbd en
est largement exclu, ce qui suggère pour ces deux variants des
fonctions opposées dans la régulation de l’activité
transcriptionnelle.
Concernant l’histone H3, deux histones majeures, H3.1 et H3.2, et
deux histones de remplacement, H3.3 et CENP-A (centromeric protein
A), ont été identifiées (Figure 3C). Le variant CENP-A est
spécifiquement localisé dans les régions centromériques, où il
semble essentiel à la structure et à la fonction des centromères,
en participant directement à la formation d’un kinétochore actif
[21]. Le variant H3.3 a, quant à lui, été retrouvé dans les régions
d’ADN ribosomique transcriptionnellement actives chez la drosophile
[16]. Dans des cellules humaines, ce variant s’accumule également
dans les régions du génome dont la transcription a été activée,
événement qui s’accompagne de la perte de la méthylation de H3 sur
la lysine 9 (marque d’une région transcriptionnellement
silencieuse) [22]. Aucune enzyme capable de déméthyler la lysine 9
de l’histone H3 n’ayant été découverte à ce jour, le remplacement
d’une histone H3, dont la lysine 9 est méthylée, par le variant
H3.3 pourrait être l’un des moyens utilisés par la cellule pour
passer rapidement d’un état inactif à un état actif
transcriptionnellement. De fait, une étude récente montre que le
variant H3.3 est présent majoritairement sous une forme modifiée
associée à un état transcriptionnel actif [23]. Toutefois, on ne
sait pas encore si l’incorporation de H3.3 est réellement une
cause, ou simplement une conséquence de l’activation de la
transcription. De plus, H3.3 ne différant que par 4 et 5 acides
aminés avec H3.2 et H3.1, respectivement, la manière dont un
nucléosome contenant H3.3 favoriserait la transcription n’est pas
encore comprise. Il faut également signaler qu’aucun anticorps ne
permettant de différencier H3.1, H3.2 et H3.3, on ne peut
aujourd’hui faire de distinction entre ces trois variants lors
d’une étude sur les modifications des histones.
Enfin, des résultats récents montrent que les variants d’histones
diffèrent également par leur mécanisme d’incorporation dans la
chromatine.
Figure 3. Les variants d’histones. Tableau récapitulatif (A) des
variants des histones (majeures et de remplacement) de la particule
cœur du nucléosome chez l’homme. Alignement des séquences
protéiques des variants de l’histone H2A (B) et de l’histone H3 (C)
chez l’homme (à partir du programme d’alignement de séquences :
Clustal W). Les acides aminés en rouge (variants H2A) et en bleu
(variants H3) correspondent à ceux qui sont différents de la
séquence H2A.1 et H3.1, respectivement. Les pourcentages
représentent l’identité de séquence en acides aminés avec H2A.1 ou
H3.1. Les acides aminés différents entre H3.3 et H3.1 sont encadrés
en rouge. Les positions des hélices alpha du motif histone-fold
sont indiquées.
Variants d’histones et modes d’incorporation dans la
chromatine
La réplication de l’ADN au cours de la phase S du cycle
cellulaire s’accompagne d’une duplication de son organisation en
chromatine, ce qui permet la conservation de cette information
épigénétique au fil des divisions cellulaires. L’assemblage des
nucléosomes sur l’ADN en cours de synthèse est un processus qui se
déroule schématiquement en deux étapes : l’incorporation d’un
tétramère (H3-H4)2 dans l’ADN, puis l’ajout de deux dimères H2A-H2B
[24]. Des protéines interagissant avec les histones, les chaperons
d’histones, facilitent leur incorporation dans l’ADN. Au cours de
la réplication, le tétramère (H3-H4)2 est déposé sur l’ADN grâce au
chaperon CAF-1 (chromatin assembly factor 1), lui même ciblé sur
l’ADN en cours de synthèse par la protéine PCNA (proliferating cell
nuclear antigen) (Figure 4). L’incorporation des dimères H2A-H2B
serait assurée par le chaperon d’histone NAP-1 (nucleosome assembly
protein 1), ce qu’il reste toutefois à confirmer formellement. Si
le mécanisme d’assemblage des nucléosomes au cours de la
réplication est relativement bien établi, celui des histones de
remplacement était inconnu jusqu’à très récemment.
Puisque les histones de remplacement peuvent être incorporées dans
la chromatine en dehors de tout événement de synthèse d’ADN, il est
probable que la machinerie d’assemblage de ces histones est
différente de celle utilisée par les histones majeures. De récents
travaux réalisés chez la levure ont permis d’identifier un complexe
capable de catalyser l’échange de l’histone majeure H2A par
l’histone de remplacement Htz1 (homologue de H2A.Z chez l’homme).
Une des sous-unités de ce complexe, Swr1 (Swi2/Snf2 related), est
une adénosine triphosphatase (ATPase) de la famille des Swi2/Snf2
ATPases, constituants de facteurs de remodelage de la chromatine
[25, 26]. Cette activité d’échange/incorporation d’histone
représente un nouveau rôle pour ce type d’ATPases, seulement
connues jusqu’à présent pour remodeler la structure de la
chromatine sans en changer les constituants, et notamment les
histones. De la même manière, la purification d’un complexe de
pré-assemblage de l’histone de remplacement H3.3 a permis
d’identifier la protéine chaperon impliquée dans sa mise en place
sur l’ADN : il s’agit de la protéine HIRA (histone regulating
protein A), capable d’assembler les nucléosomes indépendamment de
la synthèse d’ADN [27, 28]. Dans ces mêmes études, le complexe
associé à l’histone majeure H3.1 contenait le chaperon CAF-1, un
facteur clé dans l’assemblage en chromatine couplé à la synthèse
d’ADN, ce qui est en accord avec le mode d’incorporation observé
pour les histones majeures.
Parmi les histones de remplacement, H2A.Z et H3.3 sont les seules
pour lesquelles le mode d’incorporation dans la chromatine est en
partie élucidé (Figure 4). À la lumière de ces résultats, il semble
possible qu’à chaque histone de remplacement corresponde un
mécanisme d’assemblage particulier faisant intervenir un complexe
protéique spécifique. Il reste à comprendre, notamment, comment ces
différents complexes d’assemblage peuvent être ciblés dans des
régions précises du génome.
Les variants d’histones sont, au même titre que les modifications
post-traductionnelles des histones, porteurs d’une information
épigénétique. Ils contribuent à la variété et à la spécialisation
des nucléosomes, définissant ainsi des domaines structuraux et
fonctionnels dans le génome.
Figure 4. Mécanismes d’incorporation des histones majeures et de
remplacement dans l’ADN. A. Les histones majeures sont assemblées
en chromatine de manière couplée à la synthèse d’ADN (ici, la
réplication). Les histones H3.1-H4 sont déposées sur l’ADN par le
facteur d’assemblage CAF-1 (chromatin assembly factor 1), ciblé sur
l’ADN en cours de synthèse par PCNA (proliferating cell nuclear
antigen). B. Les histones de remplacement sont assemblées dans la
chromatine par des mécanismes indépendants de la synthèse d’ADN. Le
chaperon d’histones HIRA (histone regulating protein A) intervient
dans l’incorporation du variant H3.3 dans l’ADN. Le complexe
protéique contenant l’ATPase Swr1 (Swi2/Snf2 related) semble
responsable de l’échange, chez la levure, de l’histone majeure H2A
par l’histone de remplacement Htz1 (homologue de H2A.Z chez
l’homme).
Conclusions
Une question d’actualité est de comprendre comment l’information
épigénétique est maintenue au cours des divisions cellulaires. Cela
est d’autant plus crucial qu’un grand nombre de dysfonctionnements
cellulaires ne sont pas uniquement dus à des événements de mutation
au niveau de la séquence d’ADN : des anomalies affectant des
facteurs clés dans la mise en place de modifications des histones
et dans l’organisation de domaines de chromatine sont en effet
fréquemment associées à différentes maladies, et notamment au
cancer [29, 30] (‹). Le décodage de l’information portée par les
histones, ainsi que l’étude du ciblage moléculaire de tels
paramètres épigénétiques, représentent donc des pistes
intéressantes à explorer, sur les plans diagnostique comme
thérapeutique.
(‹) m/s 2005, n° 4, p. 405
REMERCIEMENTS
Les travaux de notre équipe sont financés par le CNRS, l’Institut
Curie, la Ligue Nationale contre le Cancer (Équipe labellisée la
Ligue), le Programme collaboratif Institut Curie/CEA et le réseau
d’excellence Épigénome.
Références
1. Kornberg RD. Structure of chromatin. Annu Rev
Biochem 1977 ; 46 : 931-54.
2. Wolffe A. Chromatin : structure and function, 3rd ed.
London-San Diego, California : Academic Press, 1998.
3. Luger K. Structure and dynamic behavior of
nucleosomes. Curr Opin Genet Dev 2003 ; 13 : 127-35.
4. Bird A. DNA methylation patterns and epigenetic
memory. Genes Dev 2002 ; 16 : 6-21.
5. Jenuwein T, Allis CD. Translating the histone code.
Science 2001 ; 293 : 1074-80.
6. Turner BM. Histone acetylation and an epigenetic
code. BioEssays 2000 ; 22 : 836-45.
7. Turner BM. Cellular memory and the histone code. Cell
2002 ; 111 : 285-91.
8. Henikoff S, Furuyama T, Ahmad K. Histone variants,
nucleosome assembly and epigenetic inheritance. Trends Genet 2004 ;
20 : 320-6.
9. Bonaldi T, Imhof A, Regula JT. A combination of
different mass spectroscopic techniques for the analysis of dynamic
changes of histone modifications. Proteomics 2004 ; 4 :
1382-96.
10. Freitas MA, Sklenar AR, Parthun MR. Application of
mass spectrometry to the identification and quantification of
histone post-translational modifications. J Cell Biochem 2004 ; 92
: 691-700.
11. Shi Y, Lan F, Matson C, et al. Histone demethylation
mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1. Cell 2004 ; 119
: 941-53.
12. Wang Y, Wysocka J, Sayegh J, et al. Human PAD4
regulates histone arginine methylation levels via
demethylimination. Science 2004 ; 306 : 279-83.
13. Cuthbert GL, Daujat S, Snowden AW, et al. Histone
deimination antagonizes arginine methylation. Cell 2004 ; 118 :
545-53.
14. Holliday R. Epigenetics comes of age in the
twentyfirst century. J Genet 2002 ; 81 : 1-4.
15. Franklin SG, Zweidler A. Non-allelic variants of
histones 2a, 2b and 3 in mammals. Nature 1977 ; 266 : 273-5.
16. Ahmad K, Henikoff S. The histone variant H3.3 marks
active chromatin by replication-independent nucleosome assembly.
Mol Cell 2002 ; 9 : 1191-200.
17. Wu RS, Tsai S, Bonner WM. Patterns of histone
variant synthesis can distinguish G0 from G1 cells. Cell 1982 ; 31
: 367-74.
18. Zalensky AO, Siino JS, Gineitis AA, et al. Human
testis/sperm-specific histone H2B (hTSH2B). Molecular cloning and
characterization. J Biol Chem 2002 ; 277 : 43474-80.
19. Chadwick BP, Willard HF. A novel chromatin protein,
distantly related to histone H2A, is largely excluded from the
inactive X chromosome. J Cell Biol 2001 ; 152 : 375-84.
20. Perche PY, Robert-Nicoud M, Khochbin S, Vourc’h C.
Différenciation du nucléosome : le rôle des variants de l’histone
H2A. Med Sci (Paris) 2003 ; 19 : 1137-45.
21. Sullivan KF. A solid foundation : functional
specialization of centromeric chromatin. Curr Opin Genet Dev 2001 ;
11 : 182-8.
22. Janicki SM, Tsukamoto T, Salghetti SE, et al. From
silencing to gene expression : real-time analysis in single cells.
Cell 2004 ; 116 : 683-98.
23. McKittrick E, Gafken PR, Ahmad K, Henikoff S.
Histone H3.3 is enriched in covalent modifications associated with
active chromatin. Proc Natl Acad Sci USA 2004 ; 101 :
1525-30.
24. Kaufman PD, Almouzni G. DNA replication, nucleotide
excision repair and nucleosome assembly. In : Elgin SCR, Workman
JL, eds. Chromatin structure and gene expression. New York : Oxford
University Press, 2000.
25. Krogan NJ, Keogh MC, Datta N, et al. A Snf2 family
ATPase complex required for recruitment of the histone H2A variant
Htz1. Mol Cell 2003 ; 12 : 1565-76.
26. Mizuguchi G, Shen X, Landry J, et al. ATP-driven
exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin
remodeling complex. Science 2004 ; 303 : 343-8.
27. Ray-Gallet D, Quivy JP, Scamps C, et al. HIRA is
critical for a nucleosome assembly pathway independent of DNA
synthesis. Mol Cell 2002 ; 9 : 1091-100.
28. Tagami H, Ray-Gallet D, Almouzni G, Nakatani Y.
Histone H3.1 and H3.3 complexes mediate nucleosome assembly
pathways dependent or independent of DNA synthesis. Cell 2004 ; 116
: 51-61.
29. Hake SB, Xiao A, Allis CD. Linking the epigenetic
language of covalent histone modifications to cancer. Br J Cancer
2004 ; 90 : 761-9.
30. Egger G, Liang G, Aparicio A, Jones PA. Epigenetics
in human disease and prospects for epigenetic therapy. Nature 2004
; 429 : 457-63.
